Synteza aminokwasów - Amino acid synthesis

Przegląd biosyntezy aminokwasów. Narysowane cząsteczki są w swoich neutralnych formach i nie w pełni odpowiadają przedstawionym im nazwom. Ludzie nie są w stanie syntetyzować wszystkich tych aminokwasów.

Synteza aminokwasów to zespół procesów biochemicznych ( szlaków metabolicznych ), w których powstają aminokwasy . Substratami dla tych procesów są różne związki w diecie organizmu lub pożywce wzrostowej. Nie wszystkie organizmy są w stanie syntetyzować wszystkie aminokwasy. Na przykład ludzie mogą syntetyzować tylko 11 z 20 standardowych aminokwasów (czyli aminokwasów nieistotnych ), aw okresie przyspieszonego wzrostu histydynę można uznać za aminokwas egzogenny .

Z produktów pośrednich cyklu kwasu cytrynowego i innych szlaków

Z podstawowego zestawu dwudziestu aminokwasów (nie licząc selenocysteiny ), ludzie nie mogą syntetyzować ośmiu. Ponadto aminokwasy arginina , cysteina , glicyna , glutamina , histydyna , prolina , seryna i tyrozyna są uważane za warunkowo niezbędne , co oznacza, że ​​nie są one zwykle wymagane w diecie, ale muszą być dostarczane egzogennie do określonych populacji, które ich nie syntetyzują w odpowiednie ilości. Na przykład, w cyklu mocznikowym syntetyzowana jest wystarczająca ilość argininy, aby zaspokoić potrzeby dorosłego, ale być może nie dorosłego dziecka. Aminokwasy, które należy pozyskać z pożywienia, nazywane są aminokwasami egzogennymi . Nieistotne aminokwasy są produkowane w organizmie. Ścieżki syntezy nieistotnych aminokwasów są dość proste. Dehydrogenaza glutaminianowa katalizuje redukcyjne aminowanie α-ketoglutaranu do glutaminianu. W syntezie większości aminokwasów zachodzi reakcja transaminacji . Na tym etapie ustala się chiralność aminokwasu. Alanina i asparaginian są syntetyzowane przez transaminację , odpowiednio, pirogronianu i szczawiooctanu . Glutamina jest syntetyzowana z NH4 + i glutaminianu, podobnie jak asparagina . Prolina i arginina pochodzą z glutaminianu. Seryna , utworzona z 3-fosfoglicerynianu, jest prekursorem glicyny i cysteiny . Tyrozyna jest syntetyzowana przez hydroksylację fenyloalaniny , niezbędnego aminokwasu. Szlaki biosyntezy niezbędnych aminokwasów są znacznie bardziej złożone niż te nieistotne.

Kortyzol hamuje syntezę białek.

α-Ketoglutarany: glutaminian, glutamina, prolina, arginina

Większość aminokwasów jest syntetyzowana z α- ketokwasów , a następnie transaminowana z innego aminokwasu, zwykle glutaminianu . Enzym zaangażowany w tę reakcję to aminotransferaza .

α-ketokwas + glutaminian ⇄ aminokwas + α-ketoglutaran

Glutaminian sam jest utworzony przez aminowanie z alfa-ketoglutaranu :

α-ketoglutaran + NH +
4
⇄ glutaminian

Rodzina α-ketoglutaranów syntezy aminokwasów (synteza glutaminianu, glutaminy, proliny i argininy) zaczyna się od α-ketoglutaranu, związku pośredniego w cyklu kwasu cytrynowego. Stężenie α-ketoglutaranu zależy od aktywności i metabolizmu w komórce oraz regulacji aktywności enzymatycznej. W syntazie cytrynianowej E. coli enzym zaangażowany w reakcję kondensacji inicjującą cykl kwasu cytrynowego jest silnie hamowany przez hamowanie sprzężenia zwrotnego α-ketoglutaranu i może być hamowany przez DPNH oraz wysokie stężenia ATP. Jest to jedna z początkowych regulacji rodziny α-ketoglutaranów syntezy aminokwasów.

Regulacja syntezy glutaminianu z α-ketoglutaranu podlega regulacji regulacyjnej cyklu kwasu cytrynowego, a także działaniu masy zależnym od stężeń zaangażowanych reagentów ze względu na odwracalny charakter reakcji transaminacji i dehydrogenazy glutaminianowej.

Konwersja glutaminianu do glutaminy jest regulowana przez syntetazę glutaminową (GS) i jest kluczowym krokiem w metabolizmie azotu. Enzym ten jest regulowany przez co najmniej cztery różne mechanizmy: 1. Represja i depresja spowodowana poziomem azotu ; 2. Aktywacja i inaktywacja pod wpływem form enzymatycznych (napięte i rozluźnione); 3. Kumulatywne hamowanie sprzężenia zwrotnego przez metabolity produktów końcowych; i 4. Zmiany enzymu z powodu poliadenylacji i deadenylation . W pożywkach bogatych w azot lub w warunkach wzrostu zawierających duże ilości amoniaku poziom GS jest niski, podczas gdy w ograniczających ilościach amoniaku aktywność właściwa enzymu jest 20-krotnie wyższa. Potwierdzenie enzymu odgrywa rolę w regulacji w zależności od tego, czy GS jest w napiętej, czy rozluźnionej formie. Napięta forma GS jest w pełni aktywna, ale usunięcie manganu przekształca enzym w stan odprężenia. Specyficzny stan konformacyjny występuje w oparciu o wiązanie specyficznych dwuwartościowych kationów i jest również powiązany z adenylacją. Hamowanie sprzężenia zwrotnego GS jest wynikiem kumulacji sprzężenia zwrotnego spowodowanego przez kilka metabolitów, w tym L-tryptofan, L-histydynę, AMP, CTP, glukozamino-6-fosforan i karbamylofosforan, alaninę i glicynę. Nadmiar któregokolwiek produktu nie hamuje indywidualnie enzymu, ale połączenie lub akumulacja wszystkich produktów końcowych ma silny wpływ hamujący na syntezę glutaminy . Aktywność syntazy glutaminy jest również hamowana przez adenylację. Aktywność adenylacji jest katalizowana przez dwufunkcyjny enzym usuwający adenylilotransferazę / adenylil (AT / AR). Glutamina i białko regulatorowe zwane PII działają razem, aby stymulować adenylację.

Regulacja biosyntezy proliny może zależeć od początkowego etapu kontrolnego poprzez hamowanie ujemnego sprzężenia zwrotnego. U E. coli prolina allosterycznie hamuje 5-kinazę glutaminianu, która katalizuje reakcję z L-glutaminianu do niestabilnego pośredniego fosforanu L-γ-glutamylu.

Synteza argininy wykorzystuje również negatywne sprzężenie zwrotne, a także represję poprzez represor kodowany przez gen argR . Produkt genowy argR , ArgR aporepresor i arginina jako korepresor wpływają na operon biosyntezy argininy. Stopień represji zależy od stężenia białka represorowego i poziomu korepresora.

4-fosforan erytrozy i fosfoenolopirogronian: fenyloalanina, tyrozyna i tryptofan

Fenyloalanina , tyrozyna i tryptofan , aromatyczne aminokwasy , powstają z choryzmatu . Pierwszy etap, kondensacja 7-fosforanu kwasu 3-deoksy-D-arabino-heptulozonowego (DAHP) z PEP / E4P, wykorzystuje trzy izoenzymy AroF, AroG i AroH. Każdy z nich ma swoją syntezę regulowaną odpowiednio z tyrozyny, fenyloalaniny i tryptofanu. Reszta enzymów na wspólnym szlaku (konwersja DAHP do choryzmatu) wydaje się być syntetyzowana konstytutywnie, z wyjątkiem kinazy szikimowej , która może być hamowana przez szikimat poprzez liniową inhibicję typu mieszanego.

Tyrozyna i fenyloalanina są biosyntetyzowane z prefenianu , który jest przekształcany w produkt pośredni specyficzny dla aminokwasu. W procesie tym pośredniczy dehydrogenaza chryzogenianowo-mutaza choryzmianowa specyficzna dla fenyloalaniny (PheA) lub tyrozyny (TyrA). PheA wykorzystuje prostą dehydrogenazę do konwersji prefenianu do fenylopirogronianu , podczas gdy TyrA wykorzystuje dehydrogenazę zależną od NAD do wytworzenia 4-hydroksylofenylopirogronianu. Zarówno PheA, jak i TyrA są hamowane przez ich odpowiednie aminokwasy. Tyrozyna może być również hamowana na poziomie transkrypcji przez represor TyrR. TyrR wiąże się z kasetami TyrR na operonie w pobliżu promotora genu, który chce stłumić.

Biosynteza tryptofanu polega na przekształceniu choryzmatu w antranilan przy użyciu syntazy antranilanu . Enzym ten wymaga glutaminy jako dawcy grup aminowych lub samego amoniaku. Syntaza antranilanu jest regulowana przez produkty genów trpE i trpG. trpE koduje pierwszą podjednostkę, która wiąże się z chorizmatem i przenosi grupę aminową od dawcy do choryzmatu. trpG koduje drugą podjednostkę, która ułatwia przeniesienie grupy aminowej z glutaminy. Syntaza antranilanu jest również regulowana przez hamowanie sprzężenia zwrotnego: tryptofan jest współpresorem do represora TrpR.

Szczawiooctan / asparaginian: lizyna, asparagina, metionina, treonina i izoleucyna

Rodzina aminokwasów szczawiooctan / asparaginian składa się z lizyny , asparaginy , metioniny , treoniny i izoleucyny . Asparaginian można przekształcić w lizynę, asparaginę, metioninę i treoninę. Z treoniny powstaje izoleucyna . Powiązane enzymy podlegają regulacji poprzez hamowanie sprzężenia zwrotnego i / lub represję na poziomie genetycznym. Jak to jest typowe dla silnie rozgałęzionych szlaków metabolicznych, dodatkowa regulacja w każdym punkcie rozgałęzienia szlaku. Ten typ schematu regulacyjnego umożliwia kontrolę nad całkowitym przepływem szlaku asparaginianowego oprócz całkowitego przepływu poszczególnych aminokwasów. Szlak asparaginianowy wykorzystuje kwas L-asparaginowy jako prekursor do biosyntezy jednej czwartej aminokwasów budulcowych.

Asparaginian

Biosynteza asparaginianu często obejmuje transaminację szczawiooctanu.

Enzym kinazy asparaginianowej , która katalizuje fosforylację na asparaginian i rozpoczyna jego zamianę na inne aminokwasy mogą być podzielone na 3 izoenzymów, AK-I, II i III. AK-I jest hamowany przez treoninę , podczas gdy AK-II i III są hamowane przez lizynę . Jako marginesie, AK-III katalizuje fosforylację z kwasu asparaginowego , która jest zaangażowana w ten etap szlaku biosyntezy. Obecność treoniny lub lizyny powoduje obniżenie poziomu kinazy asparaginianowej .

Lizyna

Lizyna jest syntetyzowana z asparaginianu poprzez szlak diaminopimelinianu (DAP). Początkowe dwa etapy szlaku DAP są katalizowane przez aspartokinazę i dehydrogenazę semialdehydu asparaginianowego. Enzymy te odgrywają kluczową rolę w biosyntezie lizyny , treoniny i metioniny . Oprócz jednofunkcyjnej aspartokinazy LysC istnieją dwie dwufunkcyjne dehydrogenazy aspartokinaz / homoseryny, ThrA i MetL . Transkrypcja genów aspartokinazy jest regulowana przez stężenia wytwarzanych następnie aminokwasów, lizyny, treoniny i metioniny. Im wyższe stężenia tych aminokwasów, tym mniej genu podlega transkrypcji. ThrA i LysC są również hamowane przez treoninę i lizynę. Wreszcie dekarboksylaza DAP LysA pośredniczy w ostatnim etapie syntezy lizyny i jest wspólna dla wszystkich badanych gatunków bakterii. Tworzenie się kinazy asparaginianowej (AK), która katalizuje fosforylację asparaginianu i inicjuje jego konwersję do innych aminokwasów, jest również hamowane zarówno przez lizynę, jak i treoninę , co zapobiega tworzeniu się aminokwasów pochodzących z asparaginianu. Dodatkowo wysokie stężenia lizyny hamują aktywność syntazy dihydrodipikolinianowej (DHPS). Zatem oprócz hamowania pierwszego enzymu szlaku biosyntezy rodziny asparaginianów, lizyna hamuje również aktywność pierwszego enzymu po punkcie rozgałęzienia, czyli enzymu specyficznego dla własnej syntezy lizyny.

Asparagina

Biosynteza asparaginy powstaje z asparaginianu przy użyciu enzymu transaminazy . Enzym syntetaza asparaginy wytwarza asparaginę, AMP , glutaminian i pirofosforan z asparaginianu, glutaminy i ATP . W reakcji syntetazy asparaginy ATP jest używany do aktywacji asparaginianu, tworząc β-aspartylo-AMP. Glutamina przekazuje grupę amonową, która reaguje z β-aspartylo-AMP, tworząc asparaginę i wolny AMP.

Biosynteza asparaginianu i asparaginy ze szczawiooctanu.

W bakteriach znajdują się dwie syntetazy asparaginy . Oba są określane jako białko AsnC . Są kodowane przez geny AsnA i AsnB. AsnC jest regulowany autogenicznie, czyli wtedy, gdy produkt genu strukturalnego reguluje ekspresję operonu, w którym znajdują się geny. Stymulujący wpływ AsnC na transkrypcję AsnA jest regulowany w dół przez asparaginę. Jednak asparagina nie wpływa na autoregulację AsnC.

Metionina

Biosynteza na drodze transsulfuracji rozpoczyna się od kwasu asparaginowego. Odpowiednie enzymy obejmują asparaginianowej , asparaginianu dehydrogenazy semialdehydu , dehydrogenazę homoserynową , homoserynę O-transsuccinylase , cystationiny-γ-syntazy , cystationiny-p-liazę (u ssaków, etap ten jest wykonywany przez metylotransferazy homocysteiny lub betainy homocysteiny S-metylotransferazy ).

Biosynteza metioniny podlega ścisłej regulacji. Białko represorowe MetJ, we współpracy z białkiem korepresorowym S-adenozylo-metioniną, pośredniczy w represji biosyntezy metioniny. Regulator MetR jest wymagany do ekspresji genów MetE i MetH i działa jako transaktywator transkrypcji dla tych genów . Aktywność transkrypcyjną MetR reguluje homocysteina, która jest metabolicznym prekursorem metioniny . Wiadomo również, że witamina B12 może hamować ekspresję genu MetE, w której pośredniczy holoenzym MetH.

Treonina

W roślinach i mikroorganizmach treonina jest syntetyzowana z kwasu asparaginowego poprzez α-aspartylo-semialdehyd i homoserynę . Homoseryna ulega O- fosforylacji ; ten ester fosforanowy ulega hydrolizie z jednoczesną relokacją grupy OH. Enzymy uczestniczące w typowym biosyntezy treoniny obejmują asparaginianowej , β-dehydrogenaza semialdehydu asparaginianowego , dehydrogenazę homoserynową , homoserynę kinazy , syntazy treoninowej .

Biosynteza treoniny jest regulowana przez allosteryczną regulację jej prekursora, homoseryny , poprzez strukturalną zmianę enzymu dehydrogenazy homoseryny. Ta reakcja zachodzi w kluczowym punkcie rozgałęzienia szlaku, przy czym substrat homoseryna służy jako prekursor biosyntezy lizyny, metioniny, treoniny i izoleucyny. Wysoki poziom treoniny powoduje niski poziom syntezy homoseryny. Synteza kinazy asparaginianowej (AK), która katalizuje fosforylację asparaginianu i inicjuje jego konwersję do innych aminokwasów, jest hamowana przez lizynę , izoleucynę i treoninę , co zapobiega syntezie aminokwasów pochodzących z asparaginianu. Tak więc, oprócz hamowania pierwszego enzymu szlaku biosyntezy rodziny asparaginianu, treonina hamuje również aktywność pierwszego enzymu za punktem rozgałęzienia, czyli enzymu specyficznego dla własnej syntezy treoniny.

Izoleucyna

W roślinach i mikroorganizmach izoleucyna jest biosyntetyzowana z kwasu pirogronowego i alfa-ketoglutaranu . Enzymy biorące udział w tej biosyntezie obejmują syntazę acetylomleczanową (znaną również jako syntaza acetohydroksykwasu ), izomeroreduktaza acetohydroksykwasu , dehydratazę dihydroksykwasu i aminotransferazę walinową .

Z punktu widzenia regulacji, enzymy deaminaza treoninowa, dehydraza dihydroksykwasu i transaminaza są kontrolowane przez regulację produktu końcowego. tzn. obecność izoleucyny będzie regulować w dół biosyntezę treoniny. Wysokie stężenia izoleucyny powodują również zmniejszenie konwersji asparaginianu do pośredniego aspartylofosforanu, tym samym zatrzymując dalszą biosyntezę lizyny , metioniny , treoniny i izoleucyny .

5-fosforany rybozy: histydyna

Synteza histydyny w E. coli to złożony szlak, w którym bierze udział kilka enzymów. Synteza rozpoczyna się od fosforylacji 5-fosforybozylopirofosforanu (PRPP), katalizowanej przez ATP-fosforybozylotransferazę . Fosforybozylo-ATP przekształca się w fosforybozylo-AMP (PRAMP). His4 katalizuje następnie tworzenie fosforibosyloformimino-AICAR-fosforanu, który jest następnie przekształcany do fosforybozyloformimino-AICAR-P przez produkt genu His6. His7 rozszczepia fosforibulozyloformimino-AICAR-P, tworząc fosforan D -erytro-imidazolo-glicerolu. Następnie His3 tworzy imidazolo-acetolofosforan, uwalniając wodę. His5 wytwarza następnie fosforan L - histydynolu , który jest następnie hydrolizowany przez His2, tworząc histydynol . His4 katalizuje utlenianie L- histydynolu do postaci L- histydyny, aminoaldehydu . W ostatnim etapie L- histydyna jest przekształcana w L- histydynę.

Ogólnie biosynteza histydyny jest bardzo podobna u roślin i mikroorganizmów.

HisG → HisE / HisI → HisA → HisH → HisF → HisB → HisC → HisB → HisD (HisE / I i HisB to dwufunkcyjne enzymy)

Enzymy są zakodowane w jego operonie. Ten operon ma wyraźny blok sekwencji liderowej, zwany blokiem 1:

Met-Thr-Arg-Val-Gln-Phe-Lys-His-His-His-His-His-His-His-Pro-Asp

Ta sekwencja liderowa jest ważna dla regulacji histydyny w E. coli . Jego operonu pracuje w systemie skoordynowanego regulacji w którym wszystkie produkty genu zostanie stłumione lub depresji jednakowo. Głównym czynnikiem represji lub derepresji syntezy histydyny jest stężenie tRNA naładowanych histydyną. Regulacja histydyny jest właściwie dość prosta, biorąc pod uwagę złożoność jej szlaku biosyntezy i bardzo przypomina regulację tryptofanu . W tym systemie pełna sekwencja liderowa ma 4 bloki komplementarnych nici, które mogą tworzyć struktury typu spinki do włosów. Blok pierwszy, pokazany powyżej, jest kluczem do regulacji. Kiedy poziomy tRNA naładowanego histydyną są niskie w komórce, rybosom zatrzyma się na łańcuchu reszt His w bloku 1. To zatrzymanie rybosomu pozwoli komplementarnym niciom 2 i 3 na utworzenie pętli spinki do włosów. Pętla utworzona przez nici 2 i 3 tworzy antyterminator i translacja jego genów będzie kontynuowana i zostanie wyprodukowana histydyna. Jednakże, gdy poziomy tRNA naładowanego histydyną są wysokie, rybosom nie zatrzyma się na bloku 1, nie pozwoli to niciom 2 i 3 na utworzenie spinki do włosów. Zamiast tego nici 3 i 4 utworzą pętlę o strukturze spinki do włosów dalej w dół od rybosomu. Pętla typu spinka do włosów utworzona przez nici 3 i 4 jest pętlą kończącą, kiedy rybosom wejdzie w kontakt z pętlą, zostanie „oderwany” od transkryptu. Kiedy rybosom zostanie usunięty, jego geny nie zostaną poddane translacji, a histydyna nie będzie produkowana przez komórkę.

3-Fosfogliceryniany: seryna, glicyna, cysteina

Seryna

Seryna jest pierwszym wyprodukowanym aminokwasem z tej rodziny; jest następnie modyfikowany do produkcji zarówno glicyny, jak i cysteiny (i wielu innych biologicznie ważnych cząsteczek). Seryna powstaje z 3-fosfoglicerynianu w następującym szlaku:

3-fosfoglicerynian → fosfohydroksylo-pirogronian → fosfoseryna → seryna

Konwersję z 3-fosfoglicerynianu do fosfohydroksy-pirogronianu uzyskuje się za pomocą enzymu dehydrogenazy fosfoglicerynianowej . Enzym ten jest kluczowym krokiem regulacyjnym na tym szlaku. Dehydrogenaza fosfoglicerynianowa jest regulowana przez stężenie seryny w komórce . W wysokich stężeniach enzym ten będzie nieaktywny, a seryna nie będzie wytwarzana. Przy niskich stężeniach seryny enzym będzie w pełni aktywny, a seryna będzie produkowana przez bakterię . Ponieważ seryna jest pierwszym aminokwasem wytwarzanym w tej rodzinie, zarówno glicyna, jak i cysteina będą regulowane przez dostępne stężenie seryny w komórce.

Glicyna

Glicyna jest biosyntetyzowana z seryny, katalizowana przez hydroksymetylotransferazę seryny (SHMT). Enzym skutecznie zastępuje grupę hydroksymetylową atomem wodoru.

SHMT jest kodowany przez gen glyA . Regulacja glyA jest złożona i wiadomo, że obejmuje serynę, glicynę, metioninę, puryny, tyminę i foliany. Pełny mechanizm nie został jeszcze wyjaśniony. Produkt genu metioniny MetR i metionina pośrednia homocysteina są znane z pozytywnej regulacji glyA. Homocysteina jest koaktywatorem glyA i musi działać w porozumieniu z MetR. Z drugiej strony wiadomo, że PurR, białko, które odgrywa rolę w syntezie puryny, oraz S-adeno-sylometionina zmniejszają poziom glyA . PurR wiąże się bezpośrednio z regionem kontrolnym glyA i skutecznie wyłącza gen, dzięki czemu glicyna nie będzie wytwarzana przez bakterię.

Cysteina

Geny potrzebne do syntezy cysteiny są kodowane na regulonie cys . CysB pozytywnie reguluje integrację siarki. Skutecznymi induktorami tego regulonu są N-acetyloseryna (NAS) i bardzo małe ilości zredukowanej siarki. CysB działa poprzez wiązanie się z pół miejscami DNA na regulonie cys . Te pół-strony różnią się ilością i układem w zależności od zainteresowanego promotora. Jest jednak jedna połowa witryny, która jest zachowana. Leży tuż przed miejscem -35 promotora. W zależności od promotora istnieje również wiele witryn z akcesoriami. W przypadku braku induktora, NAS, CysB będzie wiązać DNA i pokrywać wiele pomocniczych połówek miejsc. Bez dodatkowych miejsc połowicznych regulon nie może zostać transkrybowany, a cysteina nie zostanie wyprodukowana. Uważa się, że obecność NAS powoduje, że CysB przechodzi zmianę konformacyjną. Ta zmiana konformacyjna umożliwia CysB prawidłowe wiązanie się ze wszystkimi pół miejscami i powoduje rekrutację polimerazy RNA. Polimeraza RNA dokona transkrypcji regulonu cys i zostanie wyprodukowana cysteina.

Jednak dla tej ścieżki wymagana jest dalsza regulacja. CysB może regulować w dół swoją własną transkrypcję, wiążąc się z własną sekwencją DNA i blokując polimerazę RNA. W takim przypadku NAS będzie działał tak, aby uniemożliwić wiązanie CysB z własną sekwencją DNA. OAS jest prekursorem NAS, sama cysteina może hamować CysE, który tworzy OAS. Bez niezbędnego OAS NAS nie będzie produkowany, a cysteina nie będzie produkowana. Istnieją dwa inne negatywne regulatory cysteiny. Są to cząsteczki siarczku i tiosiarczanu , które działają w celu wiązania CysB i konkurują z NAS o wiązanie CysB.

Pirogronian: alanina, walina i leucyna

Pirogronian, końcowy wynik glikolizy , może zasilać zarówno cykl TCA, jak i procesy fermentacji . Reakcje rozpoczynające się od jednej lub dwóch cząsteczek pirogronianu prowadzą do syntezy alaniny, waliny i leucyny. Hamowanie zwrotne produktów końcowych jest głównym sposobem hamowania, i w E. coli The ilvEDA operonu odgrywa również rolę w tej regulacji.

Alanina

Alanina jest wytwarzana poprzez transaminację jednej cząsteczki pirogronianu z zastosowaniem dwóch naprzemiennych etapów: 1) konwersja glutaminianu do α-ketoglutaranu przy użyciu transaminazy glutaminianowo-alaninowej oraz 2) konwersja waliny do α-ketoizowalerianianu przez transaminazę C.

Niewiele wiadomo na temat regulacji syntezy alaniny. Jedyną określoną metodą jest zdolność bakterii do tłumienia aktywności transaminazy C przez walinę lub leucynę (patrz operon ilvEDA ). Poza tym wydaje się, że biosynteza alaniny nie jest regulowana.

Walina

Walina jest wytwarzana na szlaku czteroenzymatycznym. Rozpoczyna się kondensacją dwóch równoważników pirogronianu katalizowaną przez syntazę acetohydroksykwasu, z wytworzeniem α-acetylomleczanu. Drugi etap obejmuje zależną od NADPH + redukcję α-acetylomleczanu i migrację grup metylowych do produkcji α, β-dihydroksyizowalerianianu. Jest to katalizowane przez acetohydroksyizomeroreduktazę. Trzecim etapem jest odwodnienie α, β-dihydroksyizowalerianianu katalizowane przez dehydrazę dihydroksykwasu. W czwartym i ostatnim etapie powstały α-ketoizowalerianian podlega transaminacji katalizowanej przez transaminazę alaninowo-walinową lub transaminazę glutaminianowo-walinową. Biosynteza waliny podlega hamowaniu przez sprzężenie zwrotne w produkcji syntazy acetohydroksykwasu.

Leucyna

Szlak syntezy leucyny różni się od szlaku waliny rozpoczynającego się od α-ketoizowalerianianu. Syntaza α-izopropylomalanu katalizuje tę kondensację z acetylo-CoA z wytworzeniem α-izopropylomalanu. Izomeraza przekształca α-izopropylomalan w β-izopropylomalan. Trzecim etapem jest zależne od NAD + utlenianie β-izopropylomalanu, katalizowane przez dehydrogenazę. Ostatnim etapem jest transaminacja α-ketoizokapronianu przez działanie transaminazy glutaminianowo-leucynowej.

Leucyna, podobnie jak walina, reguluje pierwszy etap swojego szlaku poprzez hamowanie działania syntazy α-izopropylomalanu. Ponieważ leucyna jest syntetyzowana poprzez odchodzenie od szlaku syntezy waliny, hamowanie zwrotne waliny na jej szlaku może również hamować syntezę leucyny.

operon ilvEDA

Geny kodujące zarówno dehydrazę dihydroksykwasową używaną do tworzenia α-ketoizowalerianianu i transaminazy E, jak również inne enzymy są kodowane w operonie ilvEDA. Ten operon jest związany i inaktywowany przez walinę , leucynę i izoleucynę . (Izoleucyna nie jest bezpośrednią pochodną pirogronianu, ale jest wytwarzana przez użycie wielu takich samych enzymów używanych do produkcji waliny i pośrednio leucyny). Kiedy jeden z tych aminokwasów jest ograniczony, gen najbardziej oddalony od aminokwasu miejsce wiązania tego operonu może podlegać transkrypcji. Gdy ograniczenie do drugiego z tych aminokwasów jest ograniczone, można dokonać transkrypcji najbliższego genu najbliższemu miejscu wiązania i tak dalej.

Komercyjne syntezy aminokwasów

Komercyjna produkcja aminokwasów zwykle opiera się na zmutowanych bakteriach, które w nadprodukcji produkują poszczególne aminokwasy, wykorzystując glukozę jako źródło węgla. Niektóre aminokwasy są wytwarzane w wyniku enzymatycznej konwersji syntetycznych półproduktów. Kwas 2-aminotiazolino-4-karboksylowy jest na przykład związkiem pośrednim w przemysłowej syntezie L- cysteiny . Kwas asparaginowy jest wytwarzany przez dodanie amoniaku do fumaranu przy użyciu liazy.

Bibliografia

Linki zewnętrzne