Dwuwarstwa lipidowa - Lipid bilayer

Ten przekrój płynnej dwuwarstwy lipidowej składa się w całości z fosfatydylocholiny .
W roztworze tworzą się trzy główne struktury fosfolipidów; liposomów (zamkniętą dwuwarstwę) micele i dwuwarstwy.

Dwuwarstwy lipidowej (lub dwuwarstwy fosfolipidowej ) stanowi cienką membranę polarny z dwóch warstw lipidowych cząsteczek . Membrany te to płaskie arkusze, które tworzą ciągłą barierę wokół wszystkich komórek . Do błony komórkowe prawie wszystkich organizmów i wiele wirusów, są wykonane z podwójnej warstwy lipidowej, podobnie jak błona jądrowa otaczającą jądro komórkowe i błony tych organelli związanych z błoną w komórce. Podwójna warstwa lipidowa stanowi barierę, która zatrzymuje jony , białka i inne cząsteczki tam, gdzie są potrzebne i zapobiega ich dyfuzji do obszarów, w których nie powinny. Do tej roli idealnie nadają się dwuwarstwy lipidowe, mimo że mają tylko kilka nanometrów szerokości, ponieważ są nieprzepuszczalne dla większości cząsteczek rozpuszczalnych w wodzie ( hydrofilowych ). Dwuwarstwy są szczególnie nieprzepuszczalne dla jonów, co pozwala komórkom regulować stężenie soli i pH poprzez transportowanie jonów przez błony za pomocą białek zwanych pompami jonowymi .

Biologiczne warstwy dwuwarstwowe składają się zwykle z amfifilowych fosfolipidów, które mają hydrofilową główkę fosforanową i hydrofobowy ogon składający się z dwóch łańcuchów kwasów tłuszczowych. Fosfolipidy z pewnymi grupami głównymi mogą zmieniać chemię powierzchni dwuwarstwy i mogą na przykład służyć jako sygnały, jak również „kotwice” dla innych cząsteczek w błonach komórkowych. Podobnie jak głowy, ogony lipidów mogą również wpływać na właściwości błony, na przykład określając fazę dwuwarstwy. Dwuwarstwa może przyjąć stały stan fazy żelowej w niższych temperaturach, ale przechodzić przemianę fazową w stan płynny w wyższych temperaturach, a właściwości chemiczne ogonków lipidów wpływają na to, w jakiej temperaturze to się dzieje. Upakowanie lipidów w dwuwarstwie wpływa również na jej właściwości mechaniczne, w tym odporność na rozciąganie i zginanie. Wiele z tych właściwości zbadano przy użyciu sztucznych dwuwarstw „modelowych” wytwarzanych w laboratorium. Pęcherzyki wykonane przez modelowe dwuwarstwy były również wykorzystywane klinicznie do dostarczania leków

Błony biologiczne zazwyczaj zawierają kilka rodzajów cząsteczek innych niż fosfolipidy. Szczególnie ważnym przykładem w komórkach zwierzęcych jest cholesterol , który pomaga wzmocnić dwuwarstwę i zmniejszyć jej przepuszczalność. Cholesterol pomaga również regulować aktywność niektórych integralnych białek błonowych . Integralne białka błonowe działają, gdy są włączone do dwuwarstwy lipidowej i są ściśle związane z dwuwarstwą lipidową za pomocą pierścieniowej otoczki lipidowej . Ponieważ dwuwarstwy definiują granice komórki i jej przedziałów, te białka błonowe biorą udział w wielu wewnątrz- i międzykomórkowych procesach sygnalizacji. Pewne rodzaje białek błonowych biorą udział w procesie łączenia dwóch dwuwarstw. Połączenie to umożliwia połączenie dwóch różnych strukturach, jak na reakcję akrosomową podczas zapłodnienia wystąpienia jajo przez plemniki lub wejścia do wirusa do komórki. Ponieważ dwuwarstwy lipidowe są kruche i niewidoczne w tradycyjnym mikroskopie, badanie ich stanowi wyzwanie. Eksperymenty na dwuwarstwach często wymagają zaawansowanych technik, takich jak mikroskopia elektronowa i mikroskopia sił atomowych .

Struktura i organizacja

Gdy fosfolipidy są wystawione na działanie wody, samoorganizują się w dwuwarstwowy arkusz z hydrofobowymi ogonami skierowanymi do środka arkusza. Ten układ daje w wyniku dwie „ulotki”, z których każda jest pojedynczą warstwą molekularną. Środek tej dwuwarstwy prawie nie zawiera wody i wyklucza cząsteczki, takie jak cukry lub sole, które rozpuszczają się w wodzie. Proces składania jest napędzany przez interakcje między cząsteczkami hydrofobowymi (zwane również efektem hydrofobowym ). Wzrost interakcji między cząsteczkami hydrofobowymi (powodujący skupienie regionów hydrofobowych) pozwala cząsteczkom wody na swobodniejsze wiązanie się ze sobą, zwiększając entropię układu. Ten złożony proces obejmuje oddziaływania niekowalencyjne, takie jak siły van der Waalsa , wiązania elektrostatyczne i wodorowe .

Analiza przekrojów poprzecznych

Schematyczny przekrój poprzeczny typowej dwuwarstwy lipidowej. Istnieją trzy odrębne regiony: w pełni uwodnione grupy czołowe, w pełni odwodniony rdzeń alkanowy i krótki region pośredni z częściowym uwodnieniem. Chociaż grupy głowy są neutralne, mają znaczące momenty dipolowe, które wpływają na układ molekularny.

Podwójna warstwa lipidowa jest bardzo cienka w porównaniu z jej wymiarami bocznymi. Gdyby typową komórkę ssaka (średnica ~10 mikrometrów) powiększyć do rozmiaru arbuza (~1 ft/30 cm), dwuwarstwa lipidowa tworząca błonę plazmatyczną byłaby mniej więcej tak gruba jak kawałek papieru biurowego. Pomimo grubości zaledwie kilku nanometrów, dwuwarstwa składa się z kilku odrębnych obszarów chemicznych w całym przekroju. Regiony te i ich interakcje z otaczającą wodą scharakteryzowano w ciągu ostatnich kilkudziesięciu lat za pomocą reflektometrii rentgenowskiej , technik rozpraszania neutronów i magnetycznego rezonansu jądrowego .

Pierwszym regionem po obu stronach dwuwarstwy jest hydrofilowa grupa czołowa. Ta część membrany jest całkowicie nawodniona i ma typowo około 0,8-0,9 nm grubości. W dwuwarstwach fosfolipidowych grupa fosforanowa znajduje się w tym uwodnionym regionie, około 0,5 nm na zewnątrz hydrofobowego rdzenia. W niektórych przypadkach uwodniony region może rozciągać się znacznie dalej, na przykład w lipidach z dużym białkiem lub długim łańcuchem cukrowym wszczepionym do głowy. Jednym z typowych przykładów takiej modyfikacji w przyrodzie jest powłoka lipopolisacharydowa na zewnętrznej błonie bakterii, która pomaga utrzymać warstwę wody wokół bakterii, aby zapobiec odwodnieniu.

Obraz TEM bakterii. Futrzasty wygląd na zewnątrz jest spowodowany warstwą długołańcuchowych cukrów przyczepionych do błony komórkowej. Ta powłoka pomaga zatrzymać wodę, aby zapobiec odwodnieniu bakterii.

Obok obszaru uwodnionego znajduje się obszar pośredni, który jest tylko częściowo uwodniony. Ta warstwa graniczna ma grubość około 0,3 nm. W tej niewielkiej odległości stężenie wody spada z 2M po stronie grupy czołowej do prawie zera po stronie ogona (rdzenia). Hydrofobowy rdzeń dwuwarstwy ma zazwyczaj grubość 3-4 nm, ale ta wartość zmienia się w zależności od długości łańcucha i chemii. Grubość rdzenia również znacznie się zmienia wraz z temperaturą, w szczególności w pobliżu przejścia fazowego.

Asymetria

W wielu naturalnie występujących dwuwarstwach skład płatków błony wewnętrznej i zewnętrznej jest inny. W ludzkich czerwonych krwinkach , wewnętrzny (cytoplazmatyczny) listek składa się głównie z fosfatydyloetanoloaminy , fosfatydyloseryny i fosfatydyloinozytolu oraz jego fosforylowanych pochodnych. Natomiast zewnętrzna (pozakomórkowa) ulotka składa się z fosfatydylocholiny , sfingomieliny i różnych glikolipidów. W niektórych przypadkach ta asymetria opiera się na tym, gdzie lipidy są wytwarzane w komórce i odzwierciedla ich początkową orientację. Biologiczne funkcje asymetrii lipidów są niedokładnie poznane, chociaż jasne jest, że jest ona wykorzystywana w kilku różnych sytuacjach. Na przykład, gdy komórka przechodzi apoptozę , fosfatydyloseryna – zwykle zlokalizowana w płatku cytoplazmatycznym – jest przenoszona na zewnętrzną powierzchnię: tam jest rozpoznawana przez makrofaga, który następnie aktywnie wymiata umierającą komórkę.

Asymetria lipidów wynika, przynajmniej częściowo, z faktu, że większość fosfolipidów jest syntetyzowana i początkowo wstawiana do wewnętrznej monowarstwy: te, które tworzą zewnętrzną monowarstwę, są następnie transportowane z wewnętrznej monowarstwy przez klasę enzymów zwanych flippazami . Wydaje się, że inne lipidy, takie jak sfingomielina, są syntetyzowane na zewnętrznej ulotce. Flippazy są członkami większej rodziny cząsteczek transportujących lipidy, która obejmuje również flopazy, które przenoszą lipidy w przeciwnym kierunku, oraz scramblases, które losowo rozdzielają lipidy w dwuwarstwach lipidowych (jak w komórkach apoptotycznych). W każdym razie, po ustaleniu asymetrii lipidów, zwykle nie rozprasza się ona szybko, ponieważ spontaniczny przerzut lipidów między listkami jest niezwykle powolny.

W warunkach laboratoryjnych można naśladować tę asymetrię w modelowych układach dwuwarstwowych. Pewne rodzaje bardzo małych sztucznych pęcherzyków automatycznie staną się nieco asymetryczne, chociaż mechanizm, dzięki któremu ta asymetria jest generowana, jest zupełnie inny niż w komórkach. Wykorzystując dwie różne monowarstwy do osadzania Langmuira-Blodgetta lub kombinację osadzania Langmuira-Blodgetta i pękania pęcherzyka, możliwe jest również zsyntetyzowanie asymetrycznej płaskiej dwuwarstwy. Ta asymetria może z czasem zostać utracona, ponieważ lipidy we wspieranych dwuwarstwach mogą być podatne na przeskakiwanie.

Fazy ​​i przejścia fazowe

Schemat przedstawiający wpływ nienasyconych lipidów na dwuwarstwę. Lipidy z nienasyconym ogonem (niebieski) zakłócają upakowanie tych, które mają tylko nasycone ogonki (czarny). Powstała dwuwarstwa ma więcej wolnej przestrzeni i w konsekwencji jest bardziej przepuszczalna dla wody i innych małych cząsteczek.

W danej temperaturze podwójna warstwa lipidowa może występować w fazie ciekłej lub żelowej (stałej). Wszystkie lipidy mają charakterystyczną temperaturę, w której przechodzą (topią się) z fazy żelowej do fazy ciekłej. W obu fazach cząsteczki lipidów nie mogą przeskakiwać przez dwuwarstwę, ale w dwuwarstwach fazy ciekłej dany lipid będzie wymieniał miejsca z sąsiadami miliony razy na sekundę. Ta losowa wymiana spacerów umożliwia dyfuzję lipidów, a tym samym wędrowanie po powierzchni błony. W przeciwieństwie do dwuwarstw fazy ciekłej, lipidy w dwuwarstwie fazy żelowej mają mniejszą ruchliwość.

Zachowanie fazowe dwuwarstw lipidowych jest w dużej mierze zdeterminowane przez siłę atrakcyjnych interakcji Van der Waalsa między sąsiednimi cząsteczkami lipidowymi. Lipidy o dłuższych ogonach mają większą powierzchnię, na której mogą oddziaływać, zwiększając siłę tej interakcji, a w konsekwencji zmniejszając ruchliwość lipidów. Zatem w danej temperaturze lipid o krótkim ogonie będzie bardziej płynny niż identyczny lipid o długim ogonie. Na temperaturę przejścia może również wpływać stopień nienasycenia ogonków lipidowych. Nienasycone wiązanie podwójne może spowodować załamanie w łańcuchu alkanu , zakłócając upakowanie lipidów. To zakłócenie tworzy dodatkową wolną przestrzeń w dwuwarstwie, która zapewnia dodatkową elastyczność w sąsiednich łańcuchach. Przykład tego efektu można zauważyć w życiu codziennym, ponieważ masło, które ma duży procent tłuszczów nasyconych, jest stałe w temperaturze pokojowej, podczas gdy olej roślinny, który w większości jest nienasycony, jest płynny.

Większość naturalnych błon to złożona mieszanina różnych cząsteczek lipidów. Jeśli niektóre składniki są płynne w danej temperaturze, podczas gdy inne są w fazie żelowej, obie fazy mogą współistnieć w przestrzennie oddzielonych obszarach, podobnie jak góra lodowa unosząca się w oceanie. Ten rozdział faz odgrywa kluczową rolę w zjawiskach biochemicznych, ponieważ składniki błonowe, takie jak białka, mogą dzielić się na jedną lub drugą fazę, a tym samym być lokalnie skoncentrowane lub aktywowane. Jednym ze szczególnie ważnych składników wielu układów faz mieszanych jest cholesterol , który moduluje przepuszczalność dwuwarstw, wytrzymałość mechaniczną i interakcje biochemiczne.

Chemia powierzchni

Podczas gdy ogony lipidowe przede wszystkim modulują zachowanie fazy dwuwarstwowej, to właśnie grupa czołowa determinuje chemię powierzchni dwuwarstwy. Większość naturalnych dwuwarstw składa się głównie z fosfolipidów , ale ważnymi składnikami są również sfingolipidy i sterole, takie jak cholesterol . Spośród fosfolipidów najczęstszą grupą czołową jest fosfatydylocholina (PC), stanowiąca około połowy fosfolipidów w większości komórek ssaków. PC jest dwubiegunową grupą czołową, ponieważ ma ładunek ujemny na grupie fosforanowej i ładunek dodatni na aminie, ale ponieważ te lokalne ładunki się równoważą, nie ma ładunku netto.

Inne grupy głowy są również obecne w różnym stopniu i mogą obejmować fosfatydyloserynę (PS), fosfatydyloetanoloaminę (PE) i fosfatydyloglicerol (PG). Te alternatywne grupy głowy często nadają specyficzną biologiczną funkcjonalność, która jest wysoce zależna od kontekstu. Na przykład, obecność PS na zewnątrzkomórkowej błonie powierzchni erytrocytów jest markerem komórek apoptozy , podczas gdy Ps w płytce wzrostowej pęcherzyków konieczne dla zarodków z hydroksyapatytu kryształów i późniejszego mineralizacji kości. W przeciwieństwie do PC, niektóre inne grupy czołowe niosą ładunek netto, który może zmieniać oddziaływania elektrostatyczne małych cząsteczek z dwuwarstwą.

Role biologiczne

Powstrzymywanie i separacja

Podstawową rolą dwuwarstwy lipidowej w biologii jest oddzielenie kompartmentów wodnych od ich otoczenia. Bez jakiejś formy bariery oddzielającej „ja” od „nie-ja” trudno jest nawet zdefiniować pojęcie organizmu czy życia. Bariera ta przybiera postać podwójnej warstwy lipidowej we wszystkich znanych formach życia, z wyjątkiem kilku gatunków archeonów, które wykorzystują specjalnie dostosowaną monowarstwę lipidową. Sugerowano nawet, że pierwszą formą życia mógł być prosty pęcherzyk lipidowy, którego jedyną zdolnością biosyntetyczną jest wytwarzanie większej ilości fosfolipidów . Zdolność rozdzielania dwuwarstwy lipidowej opiera się na fakcie, że cząsteczki hydrofilowe nie mogą łatwo przejść przez hydrofobowy rdzeń dwuwarstwy, jak omówiono w Transport przez dwuwarstwę poniżej. Jądro, mitochondria i chloroplasty mają dwie dwuwarstwy lipidowe, podczas gdy inne struktury subkomórkowe są otoczone pojedynczą dwuwarstwą lipidową (takie jak błona plazmatyczna, siateczka endoplazmatyczna, aparat Golgiego i lizosomy). Zobacz Organelle .

Prokarionty mają tylko jedną podwójną warstwę lipidową - błonę komórkową (znaną również jako błona plazmatyczna). Wiele prokariontów ma również ścianę komórkową , ale składa się ona z białek lub długołańcuchowych węglowodanów , a nie z lipidów. W przeciwieństwie do tego, eukarionty mają szereg organelli, w tym jądro komórkowe , mitochondria , lizosomy i retikulum endoplazmatyczne . Wszystkie te przedziały subkomórkowe są otoczone przez jedną lub więcej dwuwarstw lipidowych i razem zazwyczaj stanowią większość obszaru dwuwarstwowego obecnego w komórce. Na przykład w hepatocytach wątrobowych błona plazmatyczna stanowi tylko dwa procent całkowitej dwuwarstwowej powierzchni komórki, podczas gdy retikulum endoplazmatyczne zawiera ponad pięćdziesiąt procent, a mitochondria dalsze trzydzieści procent.

Ilustracja białka sygnałowego GPCR. W odpowiedzi na cząsteczkę, taką jak hormon wiążący się z domeną zewnętrzną (kolor niebieski), GPCR zmienia kształt i katalizuje reakcję chemiczną na domenie wewnętrznej (kolor czerwony). Szara cecha to otaczająca dwuwarstwa.

Sygnalizacja

Prawdopodobnie najbardziej znaną formą sygnalizacji komórkowej jest transmisja synaptyczna , w której impuls nerwowy , który dotarł do końca jednego neuronu , jest przekazywany do sąsiedniego neuronu poprzez uwalnianie neuroprzekaźników . Ta transmisja jest możliwa dzięki działaniu pęcherzyków synaptycznych obciążonych neuroprzekaźnikami, które mają zostać uwolnione. Pęcherzyki te łączą się z błoną komórkową na końcu presynaptycznym i uwalniają swoją zawartość na zewnątrz komórki. Zawartość następnie przenika przez synapsę do terminala postsynaptycznego.

Podwójna warstwa lipidowa jest również zaangażowana w transdukcję sygnału poprzez ich rolę jako siedziba integralnych białek błonowych . Jest to niezwykle szeroka i ważna klasa biomolekuł. Szacuje się, że nawet jedna trzecia ludzkiego proteomu to białka błonowe. Niektóre z tych białek są połączone z zewnętrzną częścią błony komórkowej. Przykładem tego jest białko CD59 , które identyfikuje komórki jako „własne”, a tym samym hamuje ich niszczenie przez układ odpornościowy. HIV, wirus unika układu odpornościowego w części przez szczepienie te białka z błony gospodarza, na swojej powierzchni. Alternatywnie, niektóre białka błonowe przenikają przez całą dwuwarstwę i służą do przekazywania poszczególnych zdarzeń sygnałowych z zewnątrz do wnętrza komórki. Najpopularniejszą klasą tego typu białka jest receptor sprzężony z białkiem G (GPCR). GPCR są odpowiedzialne za dużą część zdolności komórki do wyczuwania otoczenia, a ze względu na tę ważną rolę około 40% wszystkich nowoczesnych leków jest ukierunkowanych na GPCR.

Oprócz procesów, w których pośredniczą białka i roztwory, możliwe jest również bezpośrednie uczestnictwo dwuwarstw lipidowych w sygnalizacji. Klasycznym tego przykładem jest fagocytoza wywołana fosfatydyloseryną . Zwykle fosfatydyloseryna jest asymetrycznie rozmieszczona w błonie komórkowej i jest obecna tylko po wewnętrznej stronie. Podczas zaprogramowanej śmierci komórki białko zwane scramblase równoważy ten rozkład, prezentując fosfatydyloserynę na zewnątrzkomórkowej dwuwarstwowej powierzchni. Obecność fosfatydyloseryny następnie wyzwala fagocytozę, aby usunąć martwą lub umierającą komórkę.

Metody charakteryzacji

Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego (TEM) pęcherzyka lipidowego . Dwa ciemne paski wokół krawędzi to dwie listki dwuwarstwy. Historycznie podobne obrazy potwierdzały, że błona komórkowa jest dwuwarstwowa

Podwójna warstwa lipidowa jest strukturą bardzo trudną do zbadania, ponieważ jest tak cienka i delikatna. Pomimo tych ograniczeń w ciągu ostatnich siedemdziesięciu lat opracowano dziesiątki technik pozwalających na zbadanie jego struktury i funkcji.

Pomiary elektryczne

Pomiary elektryczne są prostym sposobem na scharakteryzowanie ważnej funkcji dwuwarstwy: jej zdolności do segregacji i zapobiegania przepływowi jonów w roztworze. Przykładając napięcie do dwuwarstwy i mierząc wynikowy prąd, określa się rezystancję dwuwarstwy. Opór ten jest zazwyczaj całkiem wysoka (10 8 Ohm-cm 2 lub więcej), ponieważ rdzeń hydrofobowy jest nieprzepuszczalna dla naładowanych. Obecność nawet kilku dziur w skali nanometrowej powoduje dramatyczny wzrost prądu. Czułość tego systemu jest taka, że ​​nawet aktywność pojedynczych kanałów jonowych może być rozdzielona.

Mikroskopia fluorescencyjna

Ludzkie krwinki czerwone oglądane przez mikroskop fluorescencyjny. Błona komórkowa jest barwiony barwnikiem fluorescencyjnym. Skala ma 20 μm.

Pomiary elektryczne nie zapewniają rzeczywistego obrazu, tak jak obrazowanie za pomocą mikroskopu. Podwójnych warstw lipidowych nie można zobaczyć w tradycyjnym mikroskopie, ponieważ są zbyt cienkie. Aby zobaczyć dwuwarstwy, naukowcy często używają mikroskopii fluorescencyjnej . Próbka jest wzbudzana jedną długością fali światła i obserwowana przy innej długości fali, tak że widoczne będą tylko cząsteczki fluorescencyjne o pasującym profilu wzbudzenia i emisji. Naturalne dwuwarstwy lipidowe nie są fluorescencyjne, dlatego stosuje się barwnik, który przyłącza się do pożądanych cząsteczek w dwuwarstwie. Rozdzielczość jest zwykle ograniczona do kilkuset nanometrów, znacznie mniejszej niż typowa komórka, ale znacznie większej niż grubość podwójnej warstwy lipidowej.

Mikroskopia elektronowa

Mikroskopia elektronowa zapewnia obraz o wyższej rozdzielczości. W mikroskopie elektronowym wiązka skupionych elektronów oddziałuje z próbką, a nie wiązka światła, jak w tradycyjnej mikroskopii. W połączeniu z technikami szybkiego zamrażania, mikroskopia elektronowa była również wykorzystywana do badania mechanizmów transportu między- i wewnątrzkomórkowego, na przykład w celu wykazania, że pęcherzyki egzocytotyczne są środkiem uwalniania chemicznego w synapsach .

Spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego

31 P NMR (magnetyczny rezonans jądrowy), spektroskopia jest szeroko stosowany do badania fosfolipidowych warstw podwójnych, a błon biologicznych w warunkach natywnych. Analiza 31 P-NMR lipidów mogą stanowić szereg informacji o pakowania dwuwarstwy lipidowej, przejścia fazy (faza żelu, fizjologicznym fazy ciekłokrystalicznej, szmer faz, non fazy dwuwarstwowe), lipidów głowicy orientacji grup / dynamiki i elastyczny właściwości czystej dwuwarstwy lipidowej oraz w wyniku wiązania białek i innych biocząsteczek.

Mikroskopia sił atomowych

Obrazy AFM z adaptacją 3D pokazujące powstawanie porów przezbłonowych (dziur) we wspieranej dwuwarstwie lipidowej
Ilustracja typowego skanu AFM podtrzymywanej dwuwarstwy lipidowej. Wżery to defekty w dwuwarstwie, odsłaniające gładką powierzchnię podłoża pod spodem.

Nową metodą badania dwuwarstw lipidowych jest mikroskopia sił atomowych (AFM). Zamiast używać wiązki światła lub cząstek, bardzo mała zaostrzona końcówka skanuje powierzchnię, nawiązując fizyczny kontakt z dwuwarstwą i poruszając się po niej, jak igła gramofonu. AFM to obiecująca technika, ponieważ umożliwia obrazowanie z rozdzielczością nanometrową w temperaturze pokojowej, a nawet pod wodą lub buforem fizjologicznym, w warunkach niezbędnych do naturalnego zachowania dwuwarstw. Wykorzystując tę ​​zdolność, AFM został wykorzystany do zbadania dynamicznego zachowania dwuwarstw, w tym tworzenia porów transbłonowych (dziur) i przemian fazowych we wspieranych dwuwarstwach. Kolejną zaletą jest to, że AFM nie wymaga znakowania fluorescencyjnego ani izotopowego lipidów, ponieważ końcówka sondy oddziałuje mechanicznie z powierzchnią dwuwarstwy. Z tego powodu ten sam skan może obrazować zarówno lipidy, jak i związane z nimi białka, czasami nawet z rozdzielczością jednocząsteczkową. AFM może również badać mechaniczną naturę dwuwarstw lipidowych.

Interferometria z podwójną polaryzacją

Dwuwarstwy lipidowe wykazują wysoki poziom dwójłomności, gdzie współczynnik załamania w płaszczyźnie dwuwarstwy różni się od prostopadłej aż o 0,1 jednostki współczynnika załamania . Wykorzystano to do scharakteryzowania stopnia uporządkowania i przerwania dwuwarstw przy użyciu interferometrii z podwójną polaryzacją w celu zrozumienia mechanizmów interakcji białek.

Obliczenia kwantowo-chemiczne

Dwuwarstwy lipidowe to skomplikowane układy molekularne o wielu stopniach swobody. Tym samym atomistyczna symulacja membrany, a w szczególności obliczenia ab initio jej właściwości, jest trudna i kosztowna obliczeniowo. Niedawno przeprowadzono z powodzeniem obliczenia kwantowo-chemiczne w celu oszacowania momentów dipolowych i kwadrupolowych błon lipidowych.

Transport przez dwuwarstwę

Bierna dyfuzja

Większość cząsteczek polarnych ma niską rozpuszczalność w rdzeniu węglowodorowym dwuwarstwy lipidowej iw konsekwencji ma niskie współczynniki przepuszczalności w poprzek dwuwarstwy. Efekt ten jest szczególnie wyraźny w przypadku naładowanych gatunków, które mają jeszcze niższe współczynniki przepuszczalności niż obojętne cząsteczki polarne. Aniony mają zazwyczaj większą szybkość dyfuzji przez dwuwarstwy niż kationy . W porównaniu z jonami cząsteczki wody mają w rzeczywistości stosunkowo dużą przepuszczalność przez dwuwarstwę, o czym świadczy pęcznienie osmotyczne . Kiedy komórka lub pęcherzyk o wysokim wewnętrznym stężeniu soli zostanie umieszczony w roztworze o niskim stężeniu soli, pęcznieje i ostatecznie pęka. Taki wynik nie byłby obserwowany, gdyby woda nie była w stanie stosunkowo łatwo przejść przez dwuwarstwę. Anomalnie duża przepuszczalność wody przez dwuwarstwy wciąż nie jest w pełni zrozumiała i nadal jest przedmiotem aktywnej debaty. Małe, nienaładowane, apolarne cząsteczki dyfundują przez dwuwarstwy lipidowe o wiele rzędów wielkości szybciej niż jony czy woda. Dotyczy to zarówno tłuszczów, jak i rozpuszczalników organicznych, takich jak chloroform i eter . Niezależnie od ich polarnego charakteru, większe cząsteczki dyfundują wolniej przez dwuwarstwy lipidowe niż małe cząsteczki.

Budowa kanału jonów potasowych. W helisy alfa przenikać dwuwarstwę (granice pomocą czerwonych i niebieskich linii), otwierając otwór, przez który może przepływać jony potasowe

Pompy i kanały jonowe

Dwie specjalne klasy białek zajmują się gradientami jonowymi występującymi w błonach komórkowych i subkomórkowych w naturalnych kanałach jonowych i pompach jonowych . Zarówno pompy, jak i kanały są integralnymi białkami błonowymi, które przechodzą przez dwuwarstwę, ale ich role są zupełnie inne. Pompy jonowe to białka, które budują i utrzymują gradienty chemiczne, wykorzystując zewnętrzne źródło energii do przemieszczania jonów wbrew gradientowi stężeń do obszaru o wyższym potencjale chemicznym . Źródłem energii może być ATP , tak jak w przypadku Na + -K + ATPazy . Alternatywnie, źródłem energii może być inny już istniejący gradient chemiczny, jak w antyporterze Ca 2+ /Na + . To dzięki działaniu pomp jonowych komórki są w stanie regulować pH poprzez pompowanie protonów .

W przeciwieństwie do pomp jonowych, kanały jonowe nie budują gradientów chemicznych, ale raczej je rozpraszają w celu wykonania pracy lub wysłania sygnału. Prawdopodobnie najbardziej znanym i najlepiej zbadanym przykładem jest bramkowany napięciem kanał Na + , który umożliwia przewodzenie potencjału czynnościowego wzdłuż neuronów . Wszystkie pompy jonowe mają jakiś mechanizm wyzwalający lub „bramkowy”. W poprzednim przykładzie było to odchylenie elektryczne, ale inne kanały można aktywować przez związanie agonisty molekularnego lub zmianę konformacji w innym pobliskim białku.

Schematyczna ilustracja pinocytozy, rodzaju endocytozy

Endocytoza i egzocytoza

Niektóre cząsteczki lub cząstki są zbyt duże lub zbyt hydrofilowe, aby przejść przez dwuwarstwę lipidową. Inne cząsteczki mogą przechodzić przez dwuwarstwę, ale muszą być szybko transportowane w tak dużych ilościach, że transport typu kanałowego jest niepraktyczny. W obu przypadkach ładunki tego typu mogą być przemieszczane przez błonę komórkową poprzez fuzję lub pączkowanie pęcherzyków . Kiedy pęcherzyk jest wytwarzany wewnątrz komórki i łączy się z błoną plazmatyczną, aby uwolnić swoją zawartość do przestrzeni zewnątrzkomórkowej, proces ten jest znany jako egzocytoza. W procesie odwrotnym, obszar błony komórkowej zagłębi się do wewnątrz i ostatecznie zaciśnie, zamykając część płynu pozakomórkowego, aby przetransportować go do komórki. Endocytoza i egzocytoza działają w oparciu o bardzo różne mechanizmy molekularne, ale te dwa procesy są ściśle ze sobą powiązane i nie mogą działać bez siebie. Podstawowym mechanizmem tej współzależności jest duża ilość zaangażowanego materiału lipidowego. W typowej komórce obszar dwuwarstwy równoważny całej błonie komórkowej przejdzie przez cykl endocytozy/egzocytozy w ciągu około pół godziny. Gdyby te dwa procesy nie równoważyły ​​się nawzajem, komórka albo wydęłaby się na zewnątrz do rozmiarów nie do opanowania, albo całkowicie wyczerpałaby swoją błonę plazmatyczną w krótkim czasie.

Egzocytoza pęcherzyków błony zewnętrznej (MV) uwolnionych z nadmuchanych kieszonek peryplazmatycznych (p) na powierzchni ludzkiej Salmonella 3,10:r:- patogeny dokujące do błony komórkowej makrofagów (M) w jelicie krętym kurczaka, w celu sygnalizacji gospodarz-patogen in vivo .

Egzocytoza u prokariotów : membrany pęcherzykowej egzocytozy , znany jako przemieszczaniu pęcherzyka błony warstwa (rok 2013) procesu nagradzanego Nobel tradycyjnie uważane za przywilej w eukariotycznych komórkach. Mit ten został jednak przełamany wraz z odkryciem, że nanopęcherzyki, popularnie zwane bakteryjnymi pęcherzykami błony zewnętrznej , uwalniane przez drobnoustroje Gram-ujemne , przenoszą bakteryjne cząsteczki sygnałowe do komórek gospodarza lub docelowych, aby przeprowadzić wiele procesów na korzyść drobnoustroju wydzielającego, np. u gospodarza. inwazja komórek i interakcje drobnoustroje-środowisko, ogólnie.

Elektroporacja

Elektroporacja to szybki wzrost przepuszczalności dwuwarstwowej wywołany przyłożeniem dużego sztucznego pola elektrycznego przez błonę. Eksperymentalnie elektroporacja służy do wprowadzania cząsteczek hydrofilowych do komórek. Jest to szczególnie przydatna technika w przypadku dużych, silnie naładowanych cząsteczek, takich jak DNA , które nigdy nie dyfundowałyby biernie przez hydrofobowy dwuwarstwowy rdzeń. Z tego powodu elektroporacja jest jedną z kluczowych metod transfekcji, a także transformacji bakterii . Sugerowano nawet, że elektroporacja będąca wynikiem uderzeń piorunów może być mechanizmem naturalnego horyzontalnego transferu genów .

Ten wzrost przepuszczalności wpływa przede wszystkim na transport jonów i innych uwodnionych związków, co wskazuje, że mechanizm polega na tworzeniu w błonie dziur wypełnionych wodą w skali nm. Chociaż zarówno elektroporacja, jak i przebicie dielektryczne wynikają z przyłożenia pola elektrycznego, związane z tym mechanizmy są zasadniczo różne. Podczas przebicia dielektryka materiał bariery ulega jonizacji, tworząc ścieżkę przewodzącą. Materialna zmiana ma zatem charakter chemiczny. W przeciwieństwie do tego, podczas elektroporacji cząsteczki lipidów nie są chemicznie zmieniane, ale po prostu przesuwają pozycję, otwierając por, który działa jako ścieżka przewodząca przez dwuwarstwę, ponieważ jest wypełniona wodą.

Mechanika

Schemat przedstawiający dwie możliwe konformacje lipidów na krawędzi porów. Na górnym obrazku lipidy nie uległy zmianie, więc ściana porów jest hydrofobowa. Na dolnym zdjęciu niektóre głowice lipidowe są wygięte, więc ściana porów jest hydrofilowa.

Dwuwarstwy lipidowe są wystarczająco dużymi strukturami, aby mieć pewne właściwości mechaniczne płynów lub ciał stałych. Ściskanie obszar moduł K , gięcie modulo K B i energii krawędzi , mogą być stosowane do ich opisania. Stałe dwuwarstwy lipidowe również mają moduł sprężystości poprzecznej , ale jak każda ciecz, moduł ten jest zerowy dla dwuwarstw płynnych. Te właściwości mechaniczne wpływają na funkcjonowanie membrany. K i K b wpływa na zdolność białka i małych cząsteczek w celu wstawienia do podwójnej warstwy i mechaniczne właściwości dwuwarstwowej Wykazano zmiany funkcji aktywowanych mechanicznie kanałów jonowych. Właściwości mechaniczne dwuwarstwy decydują również o tym, jakie rodzaje naprężeń może wytrzymać komórka bez rozdarcia. Chociaż dwuwarstwy lipidowe mogą się łatwo wyginać, większość z nich nie może rozciągać się o więcej niż kilka procent przed pęknięciem.

Jak omówiono w części Struktura i organizacja, hydrofobowe przyciąganie ogonów lipidowych do wody jest główną siłą utrzymującą razem dwuwarstwy lipidowe. Zatem moduł sprężystości dwuwarstwy zależy przede wszystkim od tego, ile dodatkowego obszaru jest wystawione na działanie wody, gdy cząsteczki lipidu są rozciągnięte. Nie jest to zaskakujące biorąc pod uwagę to zrozumienia mechanizmów zaangażowanych że badania wykazały, że K zmienia się silnie z ciśnienia osmotycznego , ale tylko w niewielkim stopniu do długości ogona i nienasyconych. Ponieważ siły zaangażowane są tak małe, że trudno jest ustalić eksperymentalnie K A . Większość technik wymaga zaawansowanej mikroskopii i bardzo czułego sprzętu pomiarowego.

W przeciwieństwie do K a , który jest miarą tego, ile energii jest potrzebne, aby rozciągnąć dwuwarstwy, K b jest miarą ile energii jest potrzebne do wyginać podwójnej warstwy. Formalnie moduł zginania jest definiowany jako energia wymagana do odkształcenia membrany od jej wewnętrznej krzywizny do innej krzywizny. Wewnętrzna krzywizna jest określona przez stosunek średnicy grupy głowy do średnicy grupy ogona. W przypadku dwustronnych lipidów PC stosunek ten wynosi prawie jeden, więc wewnętrzna krzywizna jest bliska zeru. Jeśli dany lipid ma zbyt duże odchylenie od zerowej wewnętrznej krzywizny, nie utworzy dwuwarstwy, a zamiast tego utworzy inne fazy, takie jak micele lub odwrócone micele. Dodanie małych hydrofilowych cząsteczek, takich jak sacharoza, do mieszanych lipidowych lamelarnych liposomów wykonanych z bogatych w galaktolipidy błon tylakoidowych destabilizuje dwuwarstwy do fazy micelarnej . Zazwyczaj K b nie jest mierzone doświadczalnie, lecz jest obliczona na podstawie pomiarów K a i grubości dwuwarstwowa, gdyż trzy parametry są powiązane.

jest miarą ilości energii potrzebnej do wystawienia krawędzi dwuwarstwy na działanie wody poprzez rozerwanie dwuwarstwy lub utworzenie w niej dziury. Źródłem tej energii jest fakt, że tworzenie takiego interfejsu wystawia niektóre ogony lipidowe na działanie wody, ale dokładna orientacja tych lipidów granicznych jest nieznana. Istnieją pewne dowody na to, że zarówno pory hydrofobowe (proste ogonki), jak i hydrofilowe (głowy zakrzywione wokół) mogą współistnieć.

Połączenie

Ilustracja łączenia pęcherzyków lipidowych pokazująca dwa możliwe wyniki: hemifuzję i pełną fuzję. W hemifuzji mieszają się tylko zewnętrzne dwuwarstwowe listki. W pełnej fuzji mieszają się zarówno ulotki, jak i zawartość wewnętrzna.

Fuzja to proces, w którym dwie dwuwarstwy lipidowe łączą się, w wyniku czego powstaje jedna połączona struktura. Jeśli ta fuzja przebiega całkowicie przez oba płatki obu dwuwarstw, tworzy się mostek wypełniony wodą i roztwory zawarte w dwuwarstwach mogą się mieszać. Alternatywnie, jeśli tylko jeden listek z każdej dwuwarstwy jest zaangażowany w proces fuzji, mówi się, że dwuwarstwy są hemifuzyjne. Fuzja bierze udział w wielu procesach komórkowych, w szczególności u eukariotów , ponieważ komórka eukariotyczna jest w dużym stopniu podzielona przez dwuwarstwowe błony lipidowe. Egzocytozę , nawożenie o jajkiem przez aktywacji spermy i transport odpadów do lysozome kilka z wielu eukariotycznych procesów, które opierają się na jakiejś formie fuzji. Nawet wnikanie patogenów może być regulowane przez fuzję, ponieważ wiele wirusów pokrytych dwuwarstwą ma dedykowane białka fuzyjne, aby uzyskać dostęp do komórki gospodarza.

Proces fuzji składa się z czterech podstawowych etapów. Po pierwsze, zaangażowane membrany muszą się agregować, zbliżając się do siebie z dokładnością do kilku nanometrów. Po drugie, dwie dwuwarstwy muszą wejść w bardzo bliski kontakt (w ciągu kilku angstremów). Aby osiągnąć ten bliski kontakt, dwie powierzchnie muszą zostać przynajmniej częściowo odwodnione, ponieważ normalnie występująca związana woda powierzchniowa powoduje silne odpychanie dwuwarstw. Obecność jonów, w szczególności dwuwartościowych kationów, takich jak magnez i wapń, silnie wpływa na ten etap. Jedną z kluczowych ról wapnia w organizmie jest regulowanie fuzji błon. Po trzecie, w jednym punkcie między dwiema dwuwarstwami musi powstać destabilizacja, która lokalnie zniekształca ich struktury. Dokładna natura tego zniekształcenia nie jest znana. Jedna z teorii głosi, że między dwiema dwuwarstwami musi powstać bardzo zakrzywiona „łodyga”. Zwolennicy tej teorii uważają, że wyjaśnia ona, dlaczego fosfatydyloetanoloamina, silnie zakrzywiony lipid, sprzyja fuzji. Wreszcie, w ostatnim etapie fuzji, ta wada punktowa powiększa się, a składniki dwóch dwuwarstw mieszają się i dyfundują z miejsca kontaktu.

Schematyczna ilustracja procesu fuzji poprzez tworzenie łodyg.
Schemat działania białek SNARE dokujących pęcherzyk do egzocytozy. Komplementarne wersje białka w pęcherzyku i błonie docelowej wiążą się i owijają wokół siebie, przyciągając do siebie dwie dwuwarstwy.

Sytuacja jest jeszcze bardziej skomplikowana, gdy rozważa się fuzję in vivo, ponieważ fuzja biologiczna jest prawie zawsze regulowana przez działanie białek związanych z błoną . Pierwszym z badanych białek były wirusowe białka fuzyjne, które umożliwiają wirusowi otoczkowemu wstawienie swojego materiału genetycznego do komórki gospodarza (wirusy otoczkowe to te otoczone dwuwarstwą lipidową; niektóre inne mają tylko płaszcz białkowy). Komórki eukariotyczne również wykorzystują białka fuzyjne, z których najlepiej zbadane są SNARE . Białka SNARE są wykorzystywane do kierowania całym pęcherzykowym transportem wewnątrzkomórkowym. Pomimo lat badań, wciąż wiele nie wiadomo na temat funkcji tej klasy białek. W rzeczywistości nadal toczy się ożywiona debata na temat tego, czy SNARE są powiązane z wczesnym dokowaniem, czy też uczestniczą później w procesie fuzji, ułatwiając hemifuzję.

W badaniach biologii molekularnej i komórkowej często pożądane jest sztuczne wywołanie fuzji. Dodatek glikolu polietylenowego (PEG) powoduje fuzję bez znaczącej agregacji lub zakłóceń biochemicznych. Ten sposób jest obecnie powszechnie stosowane, na przykład, przez stopienie komórek B z szpiczaka komórek. Powstała „ hybrydoma ” z tej kombinacji wyraża pożądane przeciwciało, jak określono przez zaangażowane komórki B, ale jest unieśmiertelniona ze względu na składnik czerniaka. Fuzja może być również sztucznie indukowana poprzez elektroporację w procesie znanym jako elektrofuzja. Uważa się, że zjawisko to wynika z energetycznie aktywnych krawędzi utworzonych podczas elektroporacji, które mogą działać jako lokalny punkt defektu do zarodkowania wzrostu łodygi między dwiema dwuwarstwami.

Systemy modelowe

Dwuwarstwy lipidowe można sztucznie wytworzyć w laboratorium, aby umożliwić naukowcom przeprowadzanie eksperymentów, których nie można przeprowadzić z naturalnymi dwuwarstwami. Można je również wykorzystać w dziedzinie biologii syntetycznej , do określenia granic sztucznych komórek . Te systemy syntetyczne nazywane są modelowymi dwuwarstwami lipidowymi. Istnieje wiele różnych typów dwuwarstw modelowych, z których każda ma eksperymentalne zalety i wady. Mogą być wykonane z syntetycznych lub naturalnych lipidów. Wśród najczęstszych systemów modelowych są:

Aplikacje komercyjne

Do tej pory najbardziej udanym komercyjnym zastosowaniem dwuwarstw lipidowych było zastosowanie liposomów do dostarczania leków, zwłaszcza w leczeniu raka. (Uwaga – termin „liposom” jest w istocie synonimem „ pęcherzyka ”, z wyjątkiem tego, że pęcherzyk jest ogólnym terminem dla struktury, podczas gdy liposom odnosi się tylko do sztucznych, a nie naturalnych pęcherzyków) Podstawowa idea liposomalnego dostarczania leku polega na tym, że lek jest zamknięty w kapsułkach roztwór wewnątrz liposomu, a następnie wstrzyknięty pacjentowi. Te naładowane lekiem liposomy przemieszczają się przez system, aż zwiążą się w miejscu docelowym i pękną, uwalniając lek. Teoretycznie liposomy powinny stanowić idealny system dostarczania leku, ponieważ mogą izolować prawie każdy hydrofilowy lek, mogą być przeszczepiane cząsteczkami w celu ukierunkowania na określone tkanki i mogą być stosunkowo nietoksyczne, ponieważ organizm posiada biochemiczne szlaki degradacji lipidów.

Pierwsza generacja liposomów dostarczających leki miała prosty skład lipidowy i miała kilka ograniczeń. Krążenie w krwiobiegu było bardzo ograniczone ze względu zarówno na klirens nerkowy, jak i fagocytozę . Udoskonalenie składu lipidów w celu dostosowania płynności, gęstości ładunku powierzchniowego i nawodnienia powierzchni spowodowało, że pęcherzyki adsorbują mniej białek z surowicy, a zatem są mniej łatwo rozpoznawane przez układ odpornościowy . Najbardziej znaczącym postępem w tej dziedzinie było wszczepienie glikolu polietylenowego (PEG) na powierzchnię liposomów w celu wytworzenia „ukrytych” pęcherzyków, które krążą przez długi czas bez oczyszczania immunologicznego lub nerkowego.

Pierwsze ukryte liposomy były biernie ukierunkowane na tkanki nowotworowe . Ponieważ nowotwory wywołują szybką i niekontrolowaną angiogenezę , są szczególnie „nieszczelne” i umożliwiają liposomom opuszczenie krwioobiegu w znacznie szybszym tempie niż normalna tkanka. Ostatnio podjęto prace nad przeszczepieniem przeciwciał lub innych markerów molekularnych na powierzchnię liposomów w nadziei na aktywne wiązanie ich z konkretnym typem komórki lub tkanki. Niektóre przykłady tego podejścia są już w badaniach klinicznych.

Innym potencjalnym zastosowaniem dwuwarstw lipidowych jest dziedzina bioczujników . Ponieważ podwójna warstwa lipidowa stanowi barierę między wnętrzem a zewnętrzem komórki, jest również miejscem rozległej transdukcji sygnału. Naukowcy przez lata próbowali wykorzystać ten potencjał do opracowania dwuwarstwowego urządzenia do diagnostyki klinicznej lub wykrywania bioterroryzmu. Postęp w tej dziedzinie jest powolny i chociaż kilka firm opracowało zautomatyzowane systemy wykrywania oparte na lipidach, nadal są one skierowane do społeczności naukowej. Należą do nich Biacore (obecnie GE Healthcare Life Sciences), który oferuje jednorazowy chip do wykorzystania dwuwarstw lipidowych w badaniach kinetyki wiązania, oraz Nanion Inc., który opracował zautomatyzowany system mocowania łatek . Prowadzone są również inne, bardziej egzotyczne zastosowania, takie jak wykorzystanie porów błony dwuwarstwowej lipidowej do sekwencjonowania DNA przez Oxford Nanolabs. Jak dotąd technologia ta nie okazała się opłacalna komercyjnie.

Podwójna warstwa lipidowa (SLB), jak opisano powyżej, osiągnęła komercyjny sukces jako technika przesiewowa do pomiaru przepuszczalności leków. Ten p arallel rtificial m embrane P ermeability ssay PAMPA środki techniki przepuszczalność w poprzek specjalnie opracowane lipidów koktajl (s), stwierdzono, że są skorelowane ze Caco-2 kultur w przewodzie żołądkowo-jelitowym , barierę krew-mózg i skóry.

Historia

Na początku XX wieku naukowcy doszli do wniosku, że komórki są otoczone cienką barierą podobną do oleju, ale strukturalna natura tej błony nie była znana. Dwa eksperymenty z 1925 r. położyły podwaliny pod wypełnienie tej luki. Przez pomiar pojemności z erytrocytów rozwiązań Hugo Fricke ustalono, że błona komórkowa była grubości 3,3 nm.

Chociaż wyniki tego eksperymentu były dokładne, Fricke błędnie zinterpretował dane tak, że błona komórkowa jest pojedynczą warstwą molekularną. Prof. dr Evert Gorter (1881-1954) i F. Grendel z Leiden University podeszli do problemu z innej perspektywy, rozprowadzając lipidy erytrocytów jako monowarstwę na rynnie Langmuira-Blodgetta . Kiedy porównali powierzchnię monowarstwy z powierzchnią komórek, znaleźli stosunek dwa do jednego. Późniejsze analizy wykazały kilka błędów i błędnych założeń w tym eksperymencie, ale nieoczekiwanie błędy te zostały usunięte i z tych błędnych danych Gorter i Grendel wyciągnęli poprawny wniosek – że błona komórkowa jest dwuwarstwą lipidową.

Teoria ta została potwierdzona przez zastosowanie mikroskopii elektronowej pod koniec lat pięćdziesiątych. Chociaż nie opublikował pierwszego badania mikroskopii elektronowej dwuwarstw lipidowych, J. David Robertson był pierwszym, który stwierdził, że dwa ciemne, gęste elektronowo prążki są grupami czołowymi i powiązanymi białkami dwóch przyłożonych monowarstw lipidowych. W tym dorobku Robertson przedstawił koncepcję „membrany jednostkowej”. Po raz pierwszy strukturę dwuwarstwową przypisano uniwersalnie wszystkim błonom komórkowym, a także błonom organelli .

Mniej więcej w tym samym czasie opracowanie modelowych błon potwierdziło, że dwuwarstwa lipidowa jest stabilną strukturą, która może istnieć niezależnie od białek. Poprzez „malowanie” roztworu lipidu w rozpuszczalniku organicznym przez otwór, Mueller i Rudin byli w stanie stworzyć sztuczną dwuwarstwę i ustalić, że wykazywała ona płynność boczną, wysoki opór elektryczny i samoregenerację w odpowiedzi na przebicie. naturalnej błony komórkowej. Kilka lat później Alec Bangham wykazał, że dwuwarstwy, w postaci pęcherzyków lipidowych, mogą również powstawać po prostu przez wystawienie wysuszonej próbki lipidu na działanie wody. Był to ważny postęp, ponieważ wykazał, że dwuwarstwy lipidowe tworzą się spontanicznie poprzez samoorganizację i nie wymagają ukształtowanej struktury podporowej.

W 1977 Kunitake i Okahata przygotowali całkowicie syntetyczną membranę dwuwarstwową z jednego związku organicznego, bromku didodecylodimetyloamoniowego. Wyraźnie pokazuje, że dwuwarstwowa membrana została złożona w wyniku oddziaływania van der Waalsa .

Zobacz też

Bibliografia

Zewnętrzne linki