Przenieś RNA - Transfer RNA

Oddziaływanie tRNA i mRNA w syntezie białek.
tRNA
Identyfikatory
Symbol T
Rfam RF00005
Inne dane
Typ RNA gen , tRNA
Struktury WPB PDBe 3icq, 1asy, 1asz, 1il2, 2tra, 3tra, 486d, 1fir, 1yfg, 3eph, 3epj, 3epk, 3epl, 1efw, 1c0a, 2ake, 2azx, 2dr2, 1f7u, 1f7v, 3foz, 2hgp, 2jow, 2 , 2v46, 2v48, 2wdg, 2wdh, 2wdk, 2wdm, 2wh1

RNA przenoszenia (w skrócie tRNA i dawniej nazywany sRNA dla rozpuszczalnego RNA ) jest adapterem cząsteczki składają się z RNA , zazwyczaj od 76 do 90 nukleotydów długości (w eukariotów), służące do fizycznego połączenia pomiędzy mRNA i aminokwasu sekwencja białek. Transfer RNA (tRNA) robi to poprzez przeniesienie aminokwasu do maszynerii syntezy białek komórki zwanej rybosomem . Uzupełnienie 3-nukleotydowego kodonu w informacyjnym RNA (mRNA) przez 3-nukleotydowy antykodon tRNA powoduje syntezę białka w oparciu o kod mRNA. Jako takie, tRNA są niezbędnym składnikiem translacji , biologicznej syntezy nowych białek zgodnie z kodem genetycznym .

Przegląd

Podczas gdy specyficzna sekwencja nukleotydowa mRNA określa, które aminokwasy są włączone do produktu białkowego genu, z którego transkrybowany jest mRNA, rolą tRNA jest określenie, która sekwencja z kodu genetycznego odpowiada jakiemu aminokwasowi. mRNA koduje białko jako szereg przylegających do siebie kodonów, z których każdy jest rozpoznawany przez określony tRNA. Jeden koniec tRNA pasuje do kodu genetycznego w sekwencji trzech nukleotydów zwanej antykodonem . Antykodon tworzy trzy komplementarne pary zasad z kodonem w mRNA podczas biosyntezy białka.

Na drugim końcu tRNA znajduje się kowalencyjne przyłączenie do aminokwasu, który odpowiada sekwencji antykodonu. Każdy rodzaj cząsteczki tRNA może być dołączony tylko do jednego typu aminokwasu, więc każdy organizm ma wiele rodzajów tRNA. Ponieważ kod genetyczny zawiera wiele kodonów, które określają ten sam aminokwas, istnieje kilka cząsteczek tRNA zawierających różne antykodony, które zawierają ten sam aminokwas.

Przyłączanie kowalencyjne do końca 3' tRNA jest katalizowane przez enzymy zwane syntetazami aminoacylo-tRNA . Podczas syntezy białek, tRNA z przyłączonymi aminokwasami są dostarczane do rybosomu przez białka zwane czynnikami elongacji , które pomagają w połączeniu tRNA z rybosomem, syntezie nowego polipeptydu i translokacji (przemieszczeniu) rybosomu wzdłuż mRNA. Jeśli antykodon tRNA pasuje do mRNA, inny tRNA już związany z rybosomem przenosi rosnący łańcuch polipeptydowy z jego końca 3' na aminokwas dołączony do końca 3' nowo dostarczonego tRNA, reakcja katalizowana przez rybosom. Duża liczba pojedynczych nukleotydów w cząsteczce tRNA może być chemicznie modyfikowana , często przez metylację lub deamidację . Te niezwykłe zasady czasami wpływają na interakcję tRNA z rybosomami, a czasami występują w antykodonie, aby zmienić właściwości parowania zasad.

Struktura

Wtórna struktura koniczyny tRNA Phe z drożdży.
Trzeciorzędowa struktura tRNA. Ogon CCA w kolorze żółtym, trzpień akceptora w kolorze fioletowym, zmienna pętla w kolorze pomarańczowym, ramię D w kolorze czerwonym, ramię antykodonu w kolorze niebieskim z antykodonem w kolorze czarnym, ramię T w kolorze zielonym.
Animowany GIF 3D przedstawiający strukturę tRNA fenyloalaniny z drożdży (PDB ID 1ehz). Białe linie wskazują parowanie zasad przez wiązania wodorowe. W pokazanej orientacji trzpień akceptora znajduje się na górze, a antykodon na dole

Struktura tRNA może być rozłożona na jego struktury pierwszorzędowej , jego struktura wtórna (zwykle wizualizowane jako struktury koniczyny ) i jego struktury trzeciorzędowej (wszystkie tRNA mają podobną w kształcie litery L strukturę 3D, który umożliwia im dopasowanie się do P i A stron z rybosomu ). Struktura koniczyny staje się strukturą 3D w kształcie litery L poprzez współosiowe układanie helis, co jest powszechnym motywem struktury trzeciorzędowej RNA . Długość każdego ramienia, a także „średnica” pętli w cząsteczce tRNA różnią się w zależności od gatunku. Struktura tRNA składa się z następujących elementów:

  • 5'-końcowy fosforan grupy.
  • Rdzeń akceptorowy to pień o długości od 7 do 9 par zasad (pz) utworzony przez sparowanie zasad 5'-końcowego nukleotydu z 3'-końcowym nukleotydem (który zawiera CCA 3'-końcową grupę używaną do przyłączenia grupy aminowej kwas). Ogólnie rzecz biorąc, takie struktury przypominające 3'-końcowe tRNA są określane jako „ znaczniki genomowe ”. Rdzeń akceptorowy może zawierać pary zasad innych niż Watson-Crick.
  • Ogon CCA to sekwencja cytozyna-cytozyna - adenina na końcu 3' cząsteczki tRNA. Aminokwas ładowany na tRNA przez syntetazy aminoacylo-tRNA , tworząc aminoacylo-tRNA , jest kowalencyjnie związany z grupą 3'-hydroksylową na ogonie CCA. Ta sekwencja jest ważna dla rozpoznawania tRNA przez enzymy i krytyczna w translacji. U prokariontów sekwencja CCA jest transkrybowana w niektórych sekwencjach tRNA. W większości prokariotycznych tRNA i eukariotycznych tRNA sekwencja CCA jest dodawana podczas przetwarzania i dlatego nie pojawia się w genie tRNA.
  • Ramię D oznacza 4- do 6-bp macierzystych kończącą się pętlę, która często zawiera dihydrouridine .
  • Ramię antykodonu to pień o długości 5 pz, którego pętla zawiera antykodon . Struktura pierwszorzędowa tRNA 5'-do-3' zawiera antykodon, ale w odwrotnej kolejności, ponieważ do odczytania mRNA od 5'-do-3' wymagana jest kierunkowość 3'-do-5'.
  • Ramię T oznacza 4- do 5-pz macierzystych zawierających sekwencję TΨC gdzie Ψ jest pseudouridine zmodyfikowany urydynę .
  • Zasady, które zostały zmodyfikowane, zwłaszcza przez metylację (np. tRNA (guanina-N7-)-metylotransferaza ), występują w kilku pozycjach w całym tRNA. Pierwsza zasada antykodonu lub pozycja chybotania jest czasami modyfikowana do inozyny (pochodzącej z adeniny), queuozyny (pochodzącej z guaniny), kwasu urydyno-5-oksyoctowego (pochodzącego z uracylu), 5-metyloaminometylo-2-tiourydyny (pochodzącej z uracyl) lub lizydyna (pochodząca z cytozyny).

Antykodon

Antykodon jest jednostką trzech nukleotydów odpowiadających trzech baz z mRNA kodonu . Każdy tRNA ma odrębną sekwencję tripletów antykodonu, która może tworzyć 3 komplementarne pary zasad z tylko jednym kodonem dla aminokwasu. Często pierwszym nukleotydem antykodonu jest ten, którego nie ma na mRNA: inozyna , która może tworzyć wiązania wodorowe z więcej niż jedną zasadą w odpowiedniej pozycji kodonu. W kodzie genetycznym jest powszechne, że pojedynczy aminokwas jest określony przez wszystkie cztery możliwości pozycji trzeciej lub przynajmniej przez obie pirymidyny i puryny ; na przykład, aminokwas glicyna jest kodowana przez sekwencje kodonów GGU, GGC, GGA i GGG. Inne zmodyfikowane nukleotydy mogą również pojawić się w pierwszej pozycji antykodonu – czasami znanej jako „pozycja chybotania” – powodując subtelne zmiany w kodzie genetycznym, jak na przykład w mitochondriach . Na komórkę wymaganych jest 61 typów tRNA, aby zapewnić zgodność jeden do jednego między cząsteczkami tRNA i kodonami określającymi aminokwasy, ponieważ istnieje 61 sensownych kodonów standardowego kodu genetycznego. Jednak wiele komórek ma mniej niż 61 typów tRNA, ponieważ chwiejna zasada jest zdolna do wiązania kilku, choć niekoniecznie wszystkich, kodonów, które określają konkretny aminokwas. Do jednoznacznej translacji wszystkich 61 kodonów sensownych wymagane jest co najmniej 31 tRNA.

Aminoacylacja

Aminoacylowanie to proces dodawania grupy aminoacylowej do związku. Wiąże kowalencyjnie aminokwas z końcem 3' CCA cząsteczki tRNA. Każdy tRNA jest aminoacylowany (lub naładowany ) określonym aminokwasem przez syntetazę aminoacylo tRNA . Zwykle dla każdego aminokwasu występuje jedna syntetaza aminoacylo-tRNA, pomimo faktu, że może być więcej niż jeden tRNA i więcej niż jeden antykodon dla aminokwasu. W rozpoznawaniu odpowiedniego tRNA przez syntetazy nie pośredniczy wyłącznie antykodon, a główną rolę często odgrywa pień akceptorowy. Reakcja:

  1. aminokwas + ATP → aminoacylo-AMP + PPi
  2. aminoacylo-AMP + tRNA → aminoacylo-tRNA + AMP

Niektórym organizmom może brakować jednej lub więcej syntetaz aminofosforanowo-tRNA. Prowadzi to do naładowania tRNA przez chemicznie spokrewniony aminokwas, a dzięki zastosowaniu enzymu lub enzymów tRNA jest modyfikowane, aby było prawidłowo naładowane. Na przykład, Helicobacter pylori ma brak syntetazy glutaminy tRNA. Zatem syntetaza tRNA glutaminianowa ładuje tRNA-glutaminę (tRNA-Gln) glutaminianem . Amidotransferaza następnie przekształca kwasowy łańcuch boczny glutaminianu w amid, tworząc prawidłowo naładowany gln-tRNA-Gln.

Ingerencja w aminoacylację może być przydatna jako podejście do leczenia niektórych chorób: komórki nowotworowe mogą być stosunkowo podatne na zaburzoną aminoacylację w porównaniu z komórkami zdrowymi. Synteza białek związana z rakiem i biologią wirusów jest często bardzo zależna od określonych cząsteczek tRNA. Na przykład, w przypadku raka wątroby ładowanie tRNA-Lys-CUU lizyną podtrzymuje wzrost komórek raka wątroby i przerzuty, podczas gdy zdrowe komórki mają znacznie mniejszą zależność od tego tRNA w celu wsparcia fizjologii komórkowej. Podobnie wirus zapalenia wątroby typu E wymaga krajobrazu tRNA, który zasadniczo różni się od tego związanego z niezainfekowanymi komórkami. Dlatego hamowanie aminoacylacji określonych gatunków tRNA jest uważane za obiecującą nową drogę do racjonalnego leczenia wielu chorób

Wiązanie z rybosomem

Zakres konformacji przyjętych przez tRNA, gdy przechodzi on przez A/T przez miejsca P/E na rybosomie. Podano kody Protein Data Bank (PDB) dla modeli strukturalnych stosowanych jako punkty końcowe animacji. Oba tRNA są modelowane jako tRNA specyficzne dla fenyloalaniny z Escherichia coli , z tRNA A/T jako modelem homologii zdeponowanych współrzędnych. Kodowanie kolorami, jak pokazano dla struktury trzeciorzędowej tRNA . Przyjęty z.

Rybosomu posiada trzy miejsca wiązania dla cząsteczki tRNA, które rozciągają się w przestrzeni pomiędzy dwoma rybosomalnego podjednostek : THE A (aminoacylo) , P (peptydylo) i E (Wyjście) strony . Ponadto rybosom ma dwa inne miejsca wiązania tRNA, które są wykorzystywane podczas dekodowania mRNA lub podczas inicjacji syntezy białek . Są to miejsce T (oznaczone jako czynnik elongacji Tu ) i miejsce I (inicjacja). Zgodnie z konwencją, miejsca wiązania tRNA są oznaczone jako miejsce na małej podjednostce rybosomalnej jako pierwsze, a miejsce na dużej podjednostce rybosomalnej jako jako drugie. Na przykład witryna A jest często zapisywana jako A/A, witryna P — P/P, a witryna E — E/E. Białka wiążące, takie jak L27, L2, L14, L15, L16 w miejscach A- i P- zostały określone przez znakowanie powinowactwa przez AP Czernilofsky et al. ( Proc. Natl. Acad. Sci, USA , s. 230-234, 1974).

Po zakończeniu inicjacji translacji, pierwszy aminoacylo tRNA znajduje się w miejscu P/P, gotowy do cyklu elongacji opisanego poniżej. Podczas elongacji translacji tRNA najpierw wiąże się z rybosomem jako część kompleksu z czynnikiem elongacji Tu ( EF-Tu ) lub jego eukariotycznym ( eEF-1 ) lub archeonowym odpowiednikiem. To początkowe miejsce wiązania tRNA nazywa się miejscem A/T. W miejscu A/T połowa miejsca A znajduje się w małej podjednostce rybosomalnej, w której znajduje się miejsce dekodowania mRNA. Miejsce dekodowania mRNA to miejsce, w którym podczas translacji odczytywany jest kodon mRNA . Połowa miejsca T znajduje się głównie na dużej podjednostce rybosomalnej, gdzie EF-Tu lub eEF-1 oddziałuje z rybosomem. Po zakończeniu dekodowania mRNA, aminoacylo-tRNA jest związany w miejscu A/A i jest gotowy do utworzenia następnego wiązania peptydowego z przyłączonym do niego aminokwasem. Peptydyl-tRNA, który przenosi rosnący polipeptyd do aminoacylo-tRNA związanego w miejscu A/A, jest związany w miejscu P/P. Po utworzeniu wiązania peptydowego tRNA w miejscu P/P jest acylowane lub ma wolny koniec 3' , a tRNA w miejscu A/A dysocjuje rosnący łańcuch polipeptydowy. Aby umożliwić następny cykl elongacji, tRNA następnie przemieszczają się przez hybrydowe miejsca wiązania A/P i P/E, przed zakończeniem cyklu i pozostawaniem w miejscach P/P i E/E. Po przeniesieniu tRNA A/A i P/P do miejsc P/P i E/E, mRNA również przesunął się o jeden kodon, a miejsce A/T jest wolne, gotowe do następnej rundy dekodowania mRNA. tRNA związane w miejscu E/E opuszcza następnie rybosom.

Miejsce P/I jest w rzeczywistości pierwszym, które wiąże się z aminoacylo tRNA, które jest dostarczane przez czynnik inicjacji zwany IF2 w bakteriach. Jednak istnienie miejsca P/I w rybosomach eukariotycznych lub archeonów nie zostało jeszcze potwierdzone. Białko L27 w miejscu P zostało określone przez znakowanie powinowactwa przez E. Collatza i AP Czernilofsky'ego ( FEBS Lett. , tom 63, str. 283-286, 1976).

geny tRNA

Organizmy różnią się liczbą genów tRNA w swoim genomie . Na przykład, nicień ślimakowe C. elegans , powszechnie stosowanym modelu organizmu w genetycznych badań miał 29,647 genów jego jądrowym genomie, w którym kod 620 tRNA. Pączkujące drożdże Saccharomyces cerevisiae mają w swoim genomie 275 genów tRNA.

W genomie ludzkim, który według szacunków ze stycznia 2013 r. ma łącznie około 20 848 genów kodujących białka, znajduje się 497 genów jądrowych kodujących cytoplazmatyczne cząsteczki tRNA oraz 324 pseudogeny pochodzące od tRNA — geny tRNA uważane za niefunkcjonalne (chociaż pseudo Wykazano, że tRNA biorą udział w antybiotykooporności bakterii). Zidentyfikowano również regiony w chromosomach jądrowych , bardzo podobne w sekwencji do mitochondrialnych genów tRNA (podobne do tRNA). Te podobne do tRNA są również uważane za część jądrowego mitochondrialnego DNA (geny przenoszone z mitochondriów do jądra). Zjawisko wielu jądrowych kopii mitochondrialnego tRNA (podobnych do tRNA) zaobserwowano w wielu wyższych organizmach, od człowieka po oposa, co sugeruje, że podobieństwa do tRNA są funkcjonalne.

Podobnie jak w przypadku wszystkich eukariontów, u ludzi występują 22 geny mitochondrialnego tRNA. Mutacje w niektórych z tych genów powiązano z poważnymi chorobami, takimi jak zespół MELAS .

Geny cytoplazmatycznego tRNA można pogrupować w 49 rodzin zgodnie z ich cechami antykodonu. Te geny znajdują się na wszystkich chromosomach, z wyjątkiem chromosomu 22 i Y. Obserwuje się wysokie skupienie na 6p (140 genów tRNA), jak również na 1 chromosomie.

HGNC , we współpracy z bazą danych Genomic tRNA ( GtRNAdb ) i specjalistów w danej dziedzinie, zatwierdziła unikalne nazwy dla ludzkich genów, które kodują tRNA.

Ewolucja

Górna połowa tRNA (składająca się z ramienia T i łodygi akceptora z 5'-końcową grupą fosforanową i 3'-końcową grupą CCA) i dolna połowa (składająca się z ramienia D i ramienia antykodonu) są niezależnymi jednostkami w strukturze jak również w funkcji. Górna połowa mogła wyewoluować jako pierwsza, włączając w to 3'-końcowy genomowy znacznik, który pierwotnie mógł wyznaczyć cząsteczki podobne do tRNA do replikacji we wczesnym świecie RNA . Dolna połowa mogła ewoluować później jako ekspansja, np. gdy synteza białek rozpoczęła się w świecie RNA i przekształciła go w świat rybonukleoprotein ( świat RNP ). Ten proponowany scenariusz nazywa się hipotezą znacznika genomowego . W rzeczywistości, agregaty tRNA i tRNA-podobne mają istotny wpływ katalityczny (tj. jako rybozymy ) na replikację do dziś. Te role mogą być uważane za ' molekularne (lub chemiczne) skamieliny ' świata RNA.

Zawartość genomowego tRNA jest cechą wyróżniającą genomy wśród biologicznych domen życia: Archeony prezentują najprostszą sytuację pod względem zawartości genomowego tRNA z jednolitą liczbą kopii genów, bakterie mają sytuację pośrednią, a Eukaria przedstawiają sytuację najbardziej złożoną. Eukaria ma nie tylko większą zawartość genów tRNA niż pozostałe dwa królestwa, ale także dużą zmienność liczby kopii genów wśród różnych izoakceptorów, a ta złożoność wydaje się wynikać z duplikacji genów tRNA i zmian w specyficzności antykodonu.

Ewolucję liczby kopii genu tRNA u różnych gatunków powiązano z pojawieniem się specyficznych enzymów modyfikujących tRNA (metylotransferazy urydyny w bakteriach i deaminazy adenozynowe u Eukarii), które zwiększają zdolność dekodowania danego tRNA. Na przykład tRNAAla koduje cztery różne izoakceptory tRNA (AGC, UGC, GGC i CGC). W Eukaryi izoakceptory AGC są niezwykle wzbogacone w liczbę kopii genu w porównaniu z resztą izoakceptorów, co zostało skorelowane z jego modyfikacją A-do-I podstawy wahliwej. Ten sam trend wykazano w przypadku większości aminokwasów gatunków eukariotycznych. Rzeczywiście, efekt tych dwóch modyfikacji tRNA jest również widoczny w obciążeniu wykorzystaniem kodonów. Wydaje się, że geny o wysokiej ekspresji są wzbogacone w kodony, które wykorzystują wyłącznie kodony, które będą dekodowane przez te zmodyfikowane tRNA, co sugeruje możliwą rolę tych kodonów – a w konsekwencji tych modyfikacji tRNA – w wydajności translacji.

fragmenty pochodzące z tRNA

Fragmenty pochodzące z tRNA (lub tRF) to krótkie cząsteczki, które pojawiają się po rozszczepieniu dojrzałego tRNA lub prekursora transkryptu. Zarówno cytoplazmatyczne, jak i mitochondrialne tRNA mogą wytwarzać fragmenty. Uważa się, że istnieją co najmniej cztery strukturalne typy tRF, które pochodzą z dojrzałych tRNA, w tym stosunkowo długie połówki tRNA i krótkie 5'-tRF, 3'-tRF i i-tRF. Prekursorowe tRNA można rozszczepić w celu wytworzenia cząsteczek z sekwencji lidera 5' lub szlaku 3'. Enzymy rozszczepiające obejmują Angiogeninę, Dicer, RNazę Z i RNazę P. Zwłaszcza w przypadku angiogeniny, tRF mają charakterystycznie nietypowy cykliczny fosforan na końcu 3' i grupę hydroksylową na końcu 5'. Wydaje się, że tRF odgrywają rolę w interferencji RNA , w szczególności w supresji retrowirusów i retrotranspozonów, które wykorzystują tRNA jako starter do replikacji. PółtRNA cięte przez angiogeninę są również znane jako tiRNA. Mniej poznana jest biogeneza mniejszych fragmentów, w tym tych, które działają jako piRNA .

tRF mają wiele zależności i ról; takie jak wykazywanie znaczących zmian między płciami, między rasami i stanem chorobowym. Funkcjonalnie mogą być ładowane na Ago i działać poprzez szlaki RNAi, uczestniczyć w tworzeniu granulek stresu, wypierać mRNA z białek wiążących RNA lub hamować translację. Na poziomie systemu lub organizmu cztery typy tRF mają zróżnicowane spektrum działania. Funkcjonalnie tRF są związane z infekcją wirusową, rakiem, proliferacją komórek, a także z epigenetyczną transgeneracyjną regulacją metabolizmu.

tRF nie są ograniczone do ludzi i wykazano, że występują w wielu organizmach.

Dwa narzędzia online dostępne dla tych, którzy chcą dowiedzieć się więcej o tRFs są: ramy dla interaktywnej eksploracji mi tochondrial i n uclear t fragmentów RNA ( MINTbase ) i relacyjnej bazy T ransfer R NA związanych F ragments ( tRFdb ). MINTbase zapewnia również schemat nazewnictwa dla tRF zwanych płytkami licencyjnymi tRF (lub kodami MINTcode), który jest niezależny od genomu; schemat kompresuje sekwencję RNA w krótszy ciąg.

Zaprojektowane tRNA

Sztuczne wydłużające tRNA supresorowe są wykorzystywane do włączania nienaturalnych aminokwasów do nonsensownych kodonów umieszczonych w sekwencji kodującej genu. Zaprojektowane inicjatorowe tRNA (tRNA fMet2 z antykodonem CUA kodowanym przez gen metY ) zostały wykorzystane do zainicjowania translacji w bursztynowym kodonie stop UAG. Ten rodzaj zmodyfikowanego tRNA jest nazywany nonsensownym supresorowym tRNA, ponieważ tłumi sygnał zatrzymania translacji, który normalnie występuje w kodonach UAG. Bursztynowy inicjator tRNA wstawia metioninę i glutaminę w kodonach UAG poprzedzonych silną sekwencją Shine-Dalgarno . Badanie bursztynowego inicjatora tRNA wykazało, że był on ortogonalny do regularnego kodonu start AUG, nie wykazując wykrywalnych zdarzeń inicjacji translacji poza celem w genetycznie przekodowanym szczepie E. coli .

biogeneza tRNA

W komórkach eukariotycznych tRNA są transkrybowane przez polimerazę RNA III jako pre-tRNA w jądrze. Polimeraza RNA III rozpoznaje dwie wysoce konserwatywne sekwencje promotora w dół: wewnątrzgenowy region kontrolny 5' (5'-ICR, region D-kontrolny lub boks A) i 3'-ICR (region kontrolny T lub boks B) wewnątrz tRNA geny. Pierwszy promotor zaczyna się w +8 dojrzałych tRNA, a drugi promotor znajduje się 30-60 nukleotydów poniżej pierwszego promotora. Transkrypcja kończy się po odcinku czterech lub więcej tymidyn .

Motyw wybrzuszenia-helisy-wybrzuszenia intronu tRNA

Pre-tRNA podlegają rozległym modyfikacjom wewnątrz jądra. Niektóre pre-tRNA zawierają introny, które są łączone lub cięte, aby utworzyć funkcjonalną cząsteczkę tRNA; u bakterii te samosplicing , podczas gdy u eukariotów i archeonów są one usuwane przez endonukleazy splicingowe tRNA . Eukariotyczne pre-tRNA zawiera motyw struktury wybrzuszenia-helisy-wybrzuszenia (BHB), który jest ważny dla rozpoznawania i precyzyjnego składania intronu tRNA przez endonukleazy. Ta pozycja i struktura motywu są zachowane ewolucyjnie. Jednak niektóre organizmy, takie jak glony jednokomórkowe, mają niekanoniczną pozycję motywu BHB, a także 5'- i 3'-końce sekwencji splicingu intronu. Sekwencja 5' jest usuwana przez RNazę P , podczas gdy koniec 3' jest usuwany przez enzym tRNazy Z. Godnym uwagi wyjątków w tych archaeon nanoarchaeum equitans , które nie posiadają enzymu RNazę P i ma promotor, umieszczone tak, że rozpoczyna się transkrypcja w 'końca dojrzałego tRNA 5. Nieszablonowy ogon 3'CCA jest dodawany przez transferazę nukleotydylową . Zanim tRNA zostaną wyeksportowane do cytoplazmy przez Los1/ Xpo-t , tRNA są aminoacylowane . Kolejność zdarzeń przetwarzania nie jest zachowywana. Na przykład u drożdży splicing nie odbywa się w jądrze, ale po cytoplazmatycznej stronie błon mitochondrialnych .

Niemniej jednak, w marcu 2021 r. naukowcy zgłosili dowody sugerujące, że wstępna forma transferu RNA mogła być cząsteczką replikatora w bardzo wczesnym rozwoju życia lub abiogenezie .

Historia

Istnienie tRNA zostało po raz pierwszy wysunięte przez Francisa Cricka , opierając się na założeniu, że musi istnieć cząsteczka adaptacyjna zdolna do pośredniczenia w translacji alfabetu RNA na alfabet białkowy. Paul C Zamecnik i Mahlon Hoagland odkrył tRNA Znaczące badania struktury przeprowadzono na początku 1960 przez Alex Rich i Don Caspar , dwóch naukowców z Bostonu grupa Jacque Fresco w Princeton University i Wielka Brytania grupa w King College London . W 1965 r. Robert W. Holley z Cornell University przedstawił strukturę pierwotną i zaproponował trzy struktury drugorzędowe. tRNA zostało po raz pierwszy wykrystalizowane w Madison w stanie Wisconsin przez Roberta M. Bock. Strukturę koniczyny potwierdzono w kilku innych badaniach w następnych latach i ostatecznie potwierdzono za pomocą rentgenowskich badań krystalograficznych w 1974 roku. Dwie niezależne grupy, Kim Sung-Hou pracująca pod kierunkiem Alexandra Richa i brytyjska grupa kierowana przez Aarona Kluga , opublikowały to samo. wyniki krystalografii w ciągu roku.

Zobacz też

Bibliografia

Zewnętrzne linki